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2022, 39(12):1404-1410.doi:10.11836/JEOM22113

亚砷酸钠对SD大鼠肝组织纤维化及上皮-间质转化相关蛋白表达的影响


贵州医科大学,公共卫生与健康学院毒理学系/环境污染与疾病监控教育部重点实验室,贵州 贵阳 550025

收稿日期: 2022-04-04;  录用日期:2022-11-01;  发布日期: 2022-12-25

基金项目: 国家自然科学基金项目(81872657,82060582,81660525);贵州省第十三批优秀青年科技人才项目(黔科合平台人才[2021]5611号)

通信作者: 王大朋, Email: wojiushiwdp@126.com  

作者简介: 刁珩(1998—),男,硕士生;E-mail:dhwi111312@163.com

[背景] 长期砷暴露易造成其在肝脏内蓄积,从而导致肝脏病变。相关研究显示间充质细胞在肝纤维化中起着重要作用,且上皮-间质转化(EMT)是间充质细胞的主要来源之一。

[目的] 探讨不同剂量亚砷酸钠染毒对SD大鼠肝组织纤维化及EMT相关蛋白表达的影响。

[方法] 24只健康初断乳SD大鼠随机分为4组,每组6只,雌雄各半,分别为对照组(10 mL·kg−1 生理盐水)、2.5 mg·kg−1亚砷酸钠组、5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组和10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组,灌胃染毒,每天一次,每周六次。每周称重大鼠一次,持续36周后收集大鼠血清及肝组织,称重并计算脏器系数。苏木精-伊红(HE)染色和马松(Masson)三色染色观察大鼠肝纤维化损伤病理改变程度;酶联免疫吸附法(ELISA)检测大鼠血清中肝纤维化相关蛋白透明质酸(HA)、层粘连蛋白(LN)、III型前胶原氨基端肽(PⅢNP)和Ⅳ型胶原(COL-Ⅳ)分泌水平;Western blotting法检测大鼠肝组织中肝星状细胞(HSCs)活化相关蛋白α-平滑肌肌动蛋白(α-SMA)和转化生长因子β1(TGF-β1),以及EMT相关标志蛋白E-钙黏蛋白(E-cadherin)、N-钙黏蛋白(N-cadherin)、波形蛋白(Vimentin)、锌指转录因子(Snail)表达水平。

[结果] 与对照组相比,染毒第36周时,10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组雌、雄大鼠体重均降低(P<0.05),肝脏系数增加(P<0.05)。病理染色结果显示:各亚砷酸钠染毒组大鼠肝组织可见大量炎性细胞浸润,肝实质细胞液化坏死、变性,同时,大鼠肝组织胶原纤维阳性着色面积均且随染砷剂量增加而逐渐上升(P﹤0.05)。ELISA和Western blotting结果显示:5.0、10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组HA、LN、PⅢNP、COL-Ⅳ分泌水平较对照组和2.5 mg·kg−1亚砷酸钠组增加(P﹤0.05);与对照组相比,各染砷剂量组大鼠肝组织中α-SMA、TGF-β1蛋白表达均上升(P﹤0.05),E-cadherin蛋白表达水平下降(P﹤0.05),而N-cadherin、Vimentin、Snail表达水平升高(P﹤0.05)。

[结论] 亚砷酸钠暴露可诱导SD大鼠HSCs活化及肝纤维化损伤,导致细胞外基质分泌水平增加,同时伴有肝组织EMT,提示EMT与砷致肝纤维化损伤过程密切相关。

关键词: 砷;  肝纤维化;  肝星状细胞;  细胞外基质;  上皮-间质转化 

砷(arsenic, As)是一种广泛存在于自然界中的类金属毒物,是少数人体内可代谢的毒物之一,分为有机砷与无机砷,其中无机砷危害较大,可通过消化道、呼吸道等途径进入体内[1]。因无机砷可在体内进行甲基化代谢的特性,砷可在人体多器官组织中积累并造成损害[2]。肝脏是无机砷代谢的主要场所,体内外研究表明,长期砷暴露易造成其在肝脏内蓄积,从而导致肝脏病变,如肝功能异常、肝肿大、肝纤维化、肝硬化甚至肝癌[3-4]。其中肝纤维化在还未进入肝硬化、肝癌阶段前尚有逆转的可能,因此减缓和阻断肝纤维化发展是目前防治慢性肝病的重要策略[5]

肝纤维化是许多慢性肝病的一个复杂病理生理过程,其特征是肝星状细胞(hepatic stellate cells, HSCs)明显活化和细胞外基质(extracellular matrix, ECM)过度沉积[6]。越来越多的研究表明间充质细胞与肝纤维化发生发展密切相关,而上皮-间质转化(epithelial mesenchymal transformation, EMT)是间充质细胞的重要来源之一[7]。EMT是在某些病理条件下,上皮细胞转化为可移动、迁移、侵袭的间充质细胞,其主要特征表现为上皮细胞标志E-钙黏蛋白(E-cadherin)表达减少,而间质细胞标志N-钙黏蛋白(N-cadherin)与波形蛋白(Vimentin)表达明显上升。通过EMT,肝脏内静止期HSCs、肝细胞、胆管上皮细胞等可转化成为具有间质表型的肌成纤维样细胞,参与肝纤维化发生发展[8]。此外,课题组前期研究亦发现,无机砷暴露可导致HSCs Lx-2进一步活化,进而增加ECM分泌[9]。但在砷致肝纤维化损伤过程中,EMT相关蛋白表达与肝纤维化的关系目前还鲜有报道。本研究通过建立不同浓度砷暴露SD大鼠动物模型,探讨该过程中肝组织纤维化及EMT相关蛋白的表达变化,为砷致肝纤维化损伤针对性防治提供可能的分子干预靶点。

1   对象与方法

1.1   主要试剂与仪器

亚砷酸钠(优级纯,Sigma,美国),二甲苯、乙醇、多聚甲醛(分析纯,重庆川东化工有限公司,中国),二喹啉甲酸(bicinchoninic acid, BCA)蛋白浓度测定试剂盒、5×十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳(sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis, SDS-PAGE)蛋白上样缓冲液(上海碧云天生物技术研究所,中国),聚丙烯酰胺凝胶电泳(polyacrylamide gel electrophoresis, PAGE)凝胶快速制备试剂盒(上海雅酶生物医药科技有限公司,中国),兔抗大鼠α-平滑肌肌动蛋白(α-smooth muscle actin, α-SMA)多克隆抗体(Abcam,英国),小鼠抗大鼠转化生长因子β1(transforming growth factor-β1, TGF-β1)多克隆抗体(上海爱必信公司,中国),兔抗大鼠Vimentin抗体(Cell Signaling Technology,美国),兔抗大鼠β-肌动蛋白(β-actin)抗体、兔抗大鼠E-cadherin、兔抗大鼠N-cadherin、兔抗大鼠锌指转录因子(Snail)抗体、辣根过氧化物酶标记山羊抗鼠IgG、辣根过氧化物酶标记山羊抗兔IgG(Proteintech,美国),聚偏二氟乙烯膜、增强型化学发光(enhanced chemiluminescence, ECL)试剂、彩色蛋白标准品(Milipore,美国),酶联免疫吸附试验(enzyme-linked immunosorbent assay, ELISA)检测试剂盒(上海酶联生物科技有限公司,中国),牛血清白蛋白、苏木精-伊红(hematoxylin-eosin, HE)染色试剂盒、马松(Masson)三色染色试剂盒、放射沉淀免疫法高效裂解液、三羟甲基氨基甲烷盐酸盐-吐温20缓冲盐溶液(tris-buffered saline-Tween-20, TBS-T)(北京索莱宝科技有限公司,中国)。ChemiDocTM凝胶成像系统(Bio-Rad,美国),Multiskan GO全波长酶标仪(Thermo,美国),RM2235手动滚轮式切片机(Leica,德国),EG1150H加热石蜡包埋系统(孝感市亚光医用电子有限公司,中国),尼康80i荧光显微镜(上海尼康仪器有限公司,中国)。

1.2   动物分组及染毒

健康清洁级初断乳SD大鼠24只,体重(100±10)g,雌雄各半,购于辽宁长生生物技术有限公司,动物合格证号[SCXK(辽)2015-0001]。大鼠饲养于贵州医科大学动物实验中心,许可证号[SYXK(黔)2018-0001],适应性饲养1周后随机分为4组,每组6只。根据课题组前期研究[10-11]设置对照组(给予10 mL·kg−1生理盐水)、2.5 mg·kg−1亚砷酸钠组、5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组、10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组,灌胃处理,每天一次,一周六次,染毒36周。实验期间所有大鼠在清洁级动物房内(室内温度22~24 ℃,湿度为60%~70%,昼夜节律为12 h昼夜交替)分笼饲养,自由饮水,喂食标准饲料。本实验经贵州医科大学动物伦理审查委员会批准(No.1800233),实验过程符合动物伦理学要求。

1.3   大鼠称重及血清、肝组织采集

实验期间观察动物一般情况,每周称重一次。染毒结束后,称取大鼠重量,随即腹腔注射0.9%(质量分数)的戊巴比妥钠进行麻醉,使用非抗凝采血管心脏真空负压取血,随后立即分离肝组织,称重并计算脏器系数。采用4%(体积分数)多聚甲醛溶液固定肝右叶,其余肝组织装于无菌、无酶冻存管,−80 ℃低温冰箱保存,以备肝脏病理学观察和Western blotting检测。血样以离心半径6 cm,3000 r·min−1离心10 min,收集血清于−80 ℃低温冰箱保存以备ELISA相关指标检测。

1.4   大鼠肝脏病理学观察

固定后的肝组织经脱水、石蜡包埋后,采用切片机进行组织切片(5 μm)。将切片浸泡在二甲苯中脱蜡,乙醇梯度脱水后,常规HE和Masson染色,最后用中性树胶封固,晾干后光学显微镜下观察、拍照并进行病理分析。Masson染色切片在光学显微镜下通过摄像头采集图像并利用ImageJ 1.8.0图像分析系统进行单位(视场)面积纤维组织面积测量。每张切片(每例动物标本)随机选取5个区域(视场),计算各剂量组大鼠肝组织内胶原纤维阳性着色面积的均值,反映肝组织纤维化的严重程度。

1.5   ELISA法检测大鼠血清肝纤维化相关指标

大鼠血清严格按照ELISA试剂盒说明书标示的步骤,检测ECM主要成分透明质酸(hyaluronic acid, HA)、层粘连蛋白(laminin, LN)、III型前胶原氨基端肽(procollagen Ⅲ N-terminal propeptide, PⅢNP)和Ⅳ型胶原(collagen Ⅳ, COL-Ⅳ)的分泌水平。

1.6   Western blotting法检测大鼠肝组织HSCs活化、EMT相关蛋白表达

称取200 mg肝脏组织,剪碎,加入1.2 mL 放射沉淀免疫法裂解液和少许氧化钛研磨珠,机械研磨使裂解液和肝脏组织充分接触,形成匀浆后转移至1.5 mL EP管中,离心半径6 cm,12000 r·min−1 4 ℃离心15 min取上清转移至1.5 mL EP管,即为肝组织总蛋白。

采用BCA蛋白浓度试剂盒进行定量,提取的总蛋白加入5×SDS-PAGE蛋白上样缓冲液加热煮沸10 min变性,样品冷却后取等量蛋白进行电泳,接着转移至聚偏二氟乙烯膜上。将膜于含7%牛血清白蛋白的1×TBS-T中封闭2 h,分别加入稀释后的一抗α-SMA(1∶2000)、TGF-β1(1∶500)、E-cadherin(1∶2000)、N-cadherin(1∶1500)、Vimentin(1∶2000)、Snail(1∶500)和β-actin(1∶2000),4 ℃孵育过夜。次日1×TBS-T洗涤3次,每次12 min,加入1∶2000辣根过氧化物酶标记二抗,室温孵育2 h,1×TBS-T洗涤3次,每次12 min。

采用ECL荧光发光试剂进行显色反应,图像用凝胶成像系统Image J 1.8.0软件分析蛋白条带平均光密度值。采用目标蛋白和内参蛋白(β-actin)的平均光密度比值表示蛋白的相对表达水平。

1.7   统计学分析

实验数据均以 $ \bar x \pm s $ 表示。计量资料采用SPSS 24.0软件进行统计学分析,多组间比较采用单因素方差分析(One-way ANOVA),进一步组间两两比较,方差齐选用采用Bonferroni检验,方差不齐选用Tamhane's T2检验。检验水准α=0.05。

2   结果

2.1   不同浓度砷染毒大鼠体重及肝脏系数

与对照组相比,染毒第36周时,5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组雄性大鼠体重降低(P<0.05);与对照组、2.5 mg·kg−1和5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,染毒第36周时,10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组雄性大鼠体重降低(P<0.05);与对照组相比,染毒第36周时,10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组雌性大鼠体重降低(P<0.05);染毒第18周时,2.5 mg·kg−1、5.0 mg·kg−1、10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组雄性、雌性大鼠体重差异无统计学意义(P>0.05)。见表1

表1

亚砷酸钠染毒对大鼠体重的影响(n=3, $ \bar x \pm s $

Table1.

Effects on body weight of rats after exposure to NaAsO2 (n=3, $ \bar x \pm s $ ) 单位(Unit): g

染毒第36周时,与对照组、2.5 mg·kg−1和5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组雄性大鼠肝脏重量和肝脏系数上升(P<0.05);与对照组和2.5 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组雌性大鼠肝脏系数增加(P<0.05);其余各亚砷酸钠染毒组雌性大鼠肝脏重量及肝脏系数与对照组相比,差异无统计学意义(P>0.05)。见表2

表2

染毒第36周时亚砷酸钠染毒对大鼠肝脏重量及其脏器系数的影响(n=3, $ \bar x \pm s $

Table2.

Effects on liver weight and liver organ coefficient in rats after exposure to NaAsO2 at the 36th week (n=3, $ \bar x \pm s $ )

2.2   不同浓度砷染毒致SD大鼠肝纤维化病理改变

HE染色结果显示,对照组肝组织结构基本正常,肝小叶形态完整,肝细胞呈条索状排列齐整,未有肝实质细胞变性、脂肪空泡、炎性浸润细胞及肝纤维组织增生等病理性改变。各染砷剂量组可见大量炎性细胞浸润,肝实质细胞液化坏死、变性。随着砷染毒剂量上升,脂肪空泡密度及大小增加,肝细胞索排列逐渐紊乱,中央静脉周围及窦周纤维沉积逐渐增多,纤维化程度加深,其中10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组最为明显。见图1A

图 1

亚砷酸钠染毒后大鼠肝脏病理学变化及组织形态学变化

Figure1.

Pathological changes and histomorphological changes in rat liver after exposure to NaAsO2

A:HE染色,B:Masson染色,C:Masson染色胶原纤维阳性面积变化。图A中黑色箭头所指为脂肪空泡,红色箭头所指为炎性浸润,蓝色箭头所指为纤维沉积。图B中黑色箭头所指为脂肪空泡,黄色箭头所指为着蓝色的胶原纤维。a:与对照组相比,P<0.05;b:与2.5 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,P<0.05;c:与5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,P<0.05。

Masson染色结果显示,对照组大鼠肝细胞排列规则、齐整,肝小叶结构清晰完整,肝组织在门静脉周围未见明显阳性纤维着色;各染砷组大鼠随着染毒剂量增加,肝细胞逐渐排列不规则、松散,出现大量脂肪空泡,肝小叶结构异常,在汇管区周围组织间隙变宽且出现明显胶原纤维着色。见图1B

定量结果显示,与对照组相比,各染砷剂量组大鼠肝组织胶原纤维阳性着色面积随剂量的增加而逐渐升高,其中5.0、10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组较对照组增加(P<0.05)。见图1C

2.3   亚砷酸钠染毒后大鼠血清ECM相关蛋白分泌水平变化

与对照组和2.5 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,5.0、10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组大鼠血清HA、LN、PⅢNP、COL-Ⅳ分泌水平均上升(P<0.05);与5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组大鼠血清HA、LN、COL-Ⅳ分泌水平均上升(P<0.05)。见表3

表3

亚砷酸钠染毒后大鼠血清中ECM相关蛋白分泌水平(n=6, $ \bar x \pm s $

Table3.

Secretion levels of ECM-related proteins in serum of rats after exposure to NaAsO2 (n=6, $ \bar x \pm s $ ) 单位(Unit): μg·L−1

2.4   亚砷酸钠染毒后大鼠肝组织HSCs活化相关蛋白表达变化

与对照组相比,各染砷剂量组大鼠肝组织中α-SMA、TGF-β1蛋白表达均上升,见图2A;其中5.0、10.0 mg·kg−1剂量组α-SMA蛋白表达高于2.5 mg·kg−1剂量组(P<0.05),见图2B;10.0 mg·kg−1剂量组TGF-β1蛋白表达高于2.5、5.0 mg·kg−1剂量组(P<0.05),见图2C

图 2

亚砷酸钠染毒后大鼠肝组织HSCs活化相关蛋白条带图及其相对表达

Figure2.

Expression levels of HSCs activation-related proteins in rat liver after exposure to NaAsO2

A:各组大鼠α-SMA、TGF-β1和β-actin蛋白条带图;B:α-SMA蛋白相对表达量;C:TGF-β1蛋白相对表达量。a:与对照组相比,P<0.05;b:与2.5 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,P<0.05;c:与5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,P<0.05。

2.5   亚砷酸钠染毒后大鼠肝组织EMT相关蛋白表达变化

各染砷剂量组大鼠肝组织E-cadherin蛋白表达水平均低于对照组(P<0.05),而N-cadherin、Vimentin、Snail表达水平较对照组均上升(P<0.05);与2.5 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组N-cadherin蛋白表达增加(P<0.05);与5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组E-cadherin表达下降(P<0.05),而N-cadherin、Vimentin表达则上升(P<0.05)。见表4

表4

亚砷酸钠染毒后大鼠肝组织EMT相关蛋白表达(n=6, $ \bar x \pm s $

Table4.

Expression levels of EMT-related proteins in rat liver after exposure to NaAsO2 (n=6, $ \bar x \pm s $ )

3   讨论

本研究以不同浓度亚砷酸钠染毒SD大鼠36周,结果发现10.0 mg·kg−1染砷组大鼠体重较对照组下降,而肝脏系数则较对照组升高;病理染色结果显示,与对照组相比,各亚砷酸钠染毒组大鼠肝组织可见大量炎性细胞浸润,大鼠肝组织胶原着色面积上升,且均随染砷剂量增加而逐渐上升,表明不同浓度亚砷酸钠染毒SD大鼠36周可造成不同程度肝纤维化损伤。

长期砷暴露会导致肝纤维化损伤,目前公认HSCs活化是肝纤维化中的关键事件。国内外研究显示TGF-β/Smad信号通路是调节纤维化的重要途径,而HSCs活化后分泌的TGF-β1是最有效的促纤维化因子[12]。在本研究中,采用不同剂量亚砷酸钠染毒SD大鼠后,α-SMA与TGF-β1表达水平随染砷剂量增加而上升,与上述通路研究结果相一致。

ECM由胶原蛋白(I、II、III和IV型)和非胶原糖蛋白(LN、纤维连接蛋白和蛋白多糖)组成[13],其异常积聚是肝纤维化的典型特征。此外,ECM过度沉积导致肝窦内皮细胞向血管型内皮细胞转化,从而促使ECM成分中COL-Ⅳ和LN等基底膜成分大量分泌[14]。HA是一种由HSCs合成的ECM成分,能敏感地反映肝纤维化损伤程度;PⅢNP多应用于慢性肝病肝纤维化的早期诊断和预后评估[15]。目前临床上认为ECM的主要成分HA、LN、PⅢNP、COL-Ⅳ是肝纤维化发生的生物标志物[16]。本研究发现不同浓度砷致肝纤维化损伤中,10.0 mg·kg−1亚砷酸钠组ECM主要成分HA、LN、PⅢNP、COL-Ⅳ分泌水平升高。

研究表明TGF-β1不仅是强烈的促纤维化因子,且已被确定为肝脏中EMT的诱导剂[17-18]。最近的研究证实,高脂饮食可通过激活肝细胞中TGF-β及相关因子,进而诱导EMT的发生,促进上皮标志蛋白E-cadherin低表达,间质细胞标志相关蛋白N-cadherin、Vimentin,Snail1和Snail2的高表达,最终造成肝损伤[19]。在器官纤维化过程中,EMT在组织再生、器官修复相关过程中持续发生并最终导致器官纤维化乃至器官破坏[20]。本研究在砷诱导的大鼠肝纤维化损伤模型,发现随染砷剂量的增加,大鼠肝组织中上皮标志蛋白E-cadherin表达逐渐下降,而间质细胞标志蛋白N-cadherin、Vimentin和Snail则升高,表明砷诱导肝组织EMT进程与肝纤维化损伤密切相关。

值得注意的是,ECM成分在促进上皮细胞EMT中发挥重要作用。Chilvery等[21]研究发现,在对小鼠进行胆管结扎处理后,ECM沉积与EMT进程呈现正相关关系。此外,在硫代乙酰胺诱导的肝纤维化损伤中发现,α-SMA、TGF-β1、I型胶原等ECM成分均参与肝细胞EMT过程,进而加重肝纤维化损伤[22]。不同剂量亚砷酸钠染毒可诱导大鼠血清ECM主要成分分泌水平异常增加,且伴随肝组织EMT发生发展,提示砷致ECM沉积与肝组织EMT存在密切关联。

综上所述,本研究结果显示亚砷酸钠暴露可促使大鼠HSCs活化及肝纤维化损伤,并导致ECM分泌水平增加,该过程伴随肝组织EMT发生发展,表明在砷暴露大鼠肝组织中,HSCs活化、ECM沉积和EMT三者相互影响,共同参与砷致肝纤维化损伤过程。然而,本研究仅在描述性观察层面发现上述关联,后续研究有必要针对砷致HSCs活化、ECM沉积和EMT相互作用机制进行深入探讨,以期为砷致肝纤维化损伤针对性防治提供新策略。

表1

亚砷酸钠染毒对大鼠体重的影响(n=3, $ \bar x \pm s $

Table 1

Effects on body weight of rats after exposure to NaAsO2 (n=3, $ \bar x \pm s $ ) 单位(Unit): g

表2

染毒第36周时亚砷酸钠染毒对大鼠肝脏重量及其脏器系数的影响(n=3, $ \bar x \pm s $

Table 2

Effects on liver weight and liver organ coefficient in rats after exposure to NaAsO2 at the 36th week (n=3, $ \bar x \pm s $ )

图 1

亚砷酸钠染毒后大鼠肝脏病理学变化及组织形态学变化

Figure 1

Pathological changes and histomorphological changes in rat liver after exposure to NaAsO2

A:HE染色,B:Masson染色,C:Masson染色胶原纤维阳性面积变化。图A中黑色箭头所指为脂肪空泡,红色箭头所指为炎性浸润,蓝色箭头所指为纤维沉积。图B中黑色箭头所指为脂肪空泡,黄色箭头所指为着蓝色的胶原纤维。a:与对照组相比,P<0.05;b:与2.5 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,P<0.05;c:与5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,P<0.05。
表3

亚砷酸钠染毒后大鼠血清中ECM相关蛋白分泌水平(n=6, $ \bar x \pm s $

Table 3

Secretion levels of ECM-related proteins in serum of rats after exposure to NaAsO2 (n=6, $ \bar x \pm s $ ) 单位(Unit): μg·L−1

图 2

亚砷酸钠染毒后大鼠肝组织HSCs活化相关蛋白条带图及其相对表达

Figure 2

Expression levels of HSCs activation-related proteins in rat liver after exposure to NaAsO2

A:各组大鼠α-SMA、TGF-β1和β-actin蛋白条带图;B:α-SMA蛋白相对表达量;C:TGF-β1蛋白相对表达量。a:与对照组相比,P<0.05;b:与2.5 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,P<0.05;c:与5.0 mg·kg−1亚砷酸钠组相比,P<0.05。
表4

亚砷酸钠染毒后大鼠肝组织EMT相关蛋白表达(n=6, $ \bar x \pm s $

Table 4

Expression levels of EMT-related proteins in rat liver after exposure to NaAsO2 (n=6, $ \bar x \pm s $ )

参考文献

[1]

MARTÍNEZ-CASTILLO M, ARCÍA-MONTALVO E A, ARELLANO-MENDOZA M G, et al. Arsenic exposure and non-carcinogenic health effects[J]. Hum Exp Toxicol, 2021, 40(S12): S826-S850.

[2]

CHEN Q Y, COSTA M. Arsenic: a global environmental challenge[J]. Ann Rev Pharmacol Toxicol, 2021, 61: 47-63.

DOI: 10.1146/annurev-pharmtox-030220-013418
[3]

SAMELO R R, DE MEDEIROS P D C, DE CARVALHO CAVALCANTE D N, et al. Low concentrations of sodium arsenite induce hepatotoxicity in prepubertal male rats[J]. Environ Toxicol, 2020, 35(5): 553-560.

DOI: 10.1002/tox.22890
[4]

EL-SAAD A M A, AL-KAHTANI M A, ABDEL-MONEIM A M. Nacetylcysteine and meso-2, 3 -dimercaptosuccinic acid alleviate oxidative stress and hepatic dysfunction induced by sodium arsenite in male rats[J]. Drug Des Devel Ther, 2016, 10: 3425-3434.

DOI: 10.2147/DDDT.S115339
[5]

DAWOOD R M, EL-MEGUID M A, SALUM G M, et al. Key players of hepatic fibrosis[J]. J Interferon Cytokine Res, 2020, 40(10): 472-489.

DOI: 10.1089/jir.2020.0059
[6]

EZHILARASAN D, SOKAL E, NAJIMI M. Hepatic fibrosis: It is time to go with hepatic stellate cell-specific therapeutic targets[J]. Hepatobiliary Pancreat Dis Int, 2018, 17(3): 192-197.

DOI: 10.1016/j.hbpd.2018.04.003
[7]

YANG X, JIANG Z T, LI Y, et al. Non-coding RNAs regulating epithelial-mesenchymal transition: Research progress in liver disease[J]. Biomed Pharmacother, 2022, 150: 112972.

DOI: 10.1016/j.biopha.2022.112972
[8]

GEERVLIET E, MORENO S, BAIAMONTE L, et al. Matrix metalloproteinase-1 decorated polymersomes, a surface-active extracellular matrix therapeutic, potentiates collagen degradation and attenuates early liver fibrosis[J]. J Control Release, 2021, 332: 594-607.

DOI: 10.1016/j.jconrel.2021.03.016
[9]

阮文丽, 范丽丽, 徐慧芬, 等. 丝裂原诱导基因6在砷致人肝星状细胞活化及细胞外基质沉积中的作用[J]. 环境与职业医学, 2022, 39(2): 200-205.

DOI: 10.11836/JEOM21293

RUAN W L, FAN L L, XU H F, et al. Role of mitogen-inducible gene 6 in the activation of human hepatic stellate cells and deposition of extracellular matrix induced by sodium arsenite[J]. J Environ Occup Med, 2022, 39(2): 200-205.

DOI: 10.11836/JEOM21293
[10]

LING D, LIU Y, WANG D, et al. Imbalanced inflammatory response in subchronic arsenic‐induced liver injury and the protective effects of Ginkgo biloba extract in rats: Potential role of cytokines mediated cell-cell interactions[J]. Environ Toxicol, 2021, 36(10): 2073-2092.

DOI: 10.1002/tox.23324
[11]

侯腾, 马璐, 张爱华. 大鼠肝脏组蛋白H3K18乙酰化水平与砷诱导肝损伤的关联性研究[J]. 中华地方病学杂志, 2020, 39(5): 325-331.

DOI: 10.3760/cma.j.cn231583-20191225-00367

HOU T, MA L, ZHANG A H. The association between histone modification of H3K18 acetylation and hepatic injury induced by arsenic in rats[J]. Chin J Endemiol, 2020, 39(5): 325-331.

DOI: 10.3760/cma.j.cn231583-20191225-00367
[12]

DAI J, XU M, ZHANG X, et al. Bi-directional regulation of TGF-β/Smad pathway by arsenic: A systemic review and meta-analysis of in vivo and in vitro studies[J]. Life Sci, 2019, 220: 92-105.

DOI: 10.1016/j.lfs.2019.01.042
[13]

PIPERIGKOU Z, KYRIAKOPOULOU K, KOUTSAKIS C, et al. Key matrix remodeling enzymes: functions and targeting in cancer[J]. Cancers (Basel), 2021, 13(6): 1441.

DOI: 10.3390/cancers13061441
[14]

MCQUITTY C E, WILLIAMS R, CHOKSHI S, et al. Immunomodulatory role of the extracellular matrix within the liver disease microenvironment[J]. Front Immunol, 2020, 11: 574276.

DOI: 10.3389/fimmu.2020.574276
[15]

MA H Y, DONG L, QUAN S Z, et al. Comparison of four markers of hepatic fibrosis and hepatic function indices in patients with liver cirrhosis and hepatoma[J]. Ann Palliat Med, 2021, 10(4): 4108-4121.

DOI: 10.21037/apm-20-1623
[16]

Hernandez-G V, Friedman S L. Pathogenesis of liver fibrosis[J]. Annu Rev Pathol, 2011, 6: 425-56.

DOI: 10.1146/annurev-pathol-011110-130246
[17]

KIM S M, HUR W H, KANG B Y, et al. Death-associated protein 6 (Daxx) alleviates liver fibrosis by modulating Smad2 acetylation[J]. Cells, 2021, 10(7): 1742.

DOI: 10.3390/cells10071742
[18]

YU K, LI Q, SHI G, et al. Involvement of epithelial-mesenchymal transition in liver fibrosis[J]. Saudi J Gastroenterol, 2018, 24(1): 5-11.

DOI: 10.4103/sjg.SJG_297_17
[19]

KWAPISZ O, GÓRKA J, KORLATOWICZ A, et al. Fatty acids and a high-fat diet induce epithelial-mesenchymal transition by activating TGFβ and β-catenin in liver cells[J]. Int J Mol Sci, 2021, 22(3): 1272.

DOI: 10.3390/ijms22031272
[20]

MARCONI G D, FONTICOLI L, RAJAN T S, et al. Epithelial-mesenchymal transition (EMT): The Type-2 EMT in wound healing, tissue regeneration and organ fibrosis[J]. Cells, 2021, 10(7): 1587.

DOI: 10.3390/cells10071587
[21]

CHILVERY S, BANSOD S, SAIFI M A, et al. Piperlongumine attenuates bile duct ligation-induced liver fibrosis in mice via inhibition of TGF-β1/Smad and EMT pathways[J]. Int Immunopharmacol, 2020, 88: 106909.

DOI: 10.1016/j.intimp.2020.106909
[22]

FENG S, TONG H, GAO J H, et al. Anti-inflammation treatment for protection of hepatocytes and amelioration of hepatic fibrosis in rats[J]. Exp Ther Med, 2021, 22(5): 1213.

DOI: 10.3892/etm.2021.10647
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[基金项目] 国家自然科学基金项目(81872657,82060582,81660525);贵州省第十三批优秀青年科技人才项目(黔科合平台人才[2021]5611号)

[作者简介]

[收稿日期] 2022-04-04

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亚砷酸钠对SD大鼠肝组织纤维化及上皮-间质转化相关蛋白表达的影响

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