
RT-PCR引物序列
Table1.RT-PCR primer sequences
2021, 38(1):44-50.doi:10.13213/j.cnki.jeom.2021.20451
百草枯(paraquat,PQ)是一种于1958年开发出来的季铵盐类除草剂,其化学结构与神经毒物1-甲基-4-苯基-1,2,3,6-四氢吡啶(1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine,MPTP)的活性代谢产物N-甲基-4-苯基吡啶阳离子盐(1-methyl-4-phenylpyridinium Ion,MPP+)相似,是一种公认的具有神经毒性的化合物。流行病学与动物实验均显示,PQ的长期低剂量暴露与帕金森病的发生和发展有关[1-2]。
帕金森病是临床常见的一种神经退行性疾病,全球患者人数超过600万[3],但发病机制尚不明确。越来越多的研究表明,神经炎症在神经退行性疾病的发生和发展过程中发挥重要作用[4-5]。小胶质细胞是中枢神经系统的固有免疫细胞,在中枢神经系统出现损伤或化学物侵袭时迅速活化,产生神经炎症反应[6]。小胶质细胞活化方式分为两种:经典活化,也称M1活化;选择活化,也称M2活化[7]。M1活化表型特征为分泌多种促炎因子[如诱导型一氧化氮合酶(inducible Nitric Oxide Synthase,iNOS)、白介素6(interleukin 6,IL-6)、白介素1β(interleukin 1β,IL-1β)、肿瘤坏死因子α(tumor necrosis factor α,TNF-α)等];M2活化表型则分泌多种抑炎因子[如白介素4(interleukin 4,IL-4)、精氨酸1(arginine 1,Arg1)、胰岛素样生长因子1(insulin-like growth factor 1,IGF1)、转化生长因子β(transforming growth factor β,TGF-β)等]和神经营养因子[8]。持续的M1活化介导的神经炎症反应所分泌的促炎因子对神经元产生损伤作用;而M2活化产生的炎症调节因子和神经营养因子则可以抑制神经炎症,并发挥组织修复作用[9]。活性氧(reactive oxygen species,ROS)被认为与多种神经退行性疾病的发生有关,如阿尔兹海默病、帕金森病等[10]。在缺氧、营养缺乏、化学因素损伤等情况下,细胞ROS的生成和清除平衡被打破,造成ROS累积过多,进而对细胞产生损伤作用[11-12]。蛋白激酶B(protein kinase B,PKB)也被称为Akt,是一种丝氨酸-苏氨酸激酶,在细胞内广泛存在,参与多种生物过程,如细胞生存、生长、信号转导和凋亡等[13]。
研究发现,PQ体内染毒能够引起小鼠大脑小胶质细胞活化,并产生以多种炎症因子浸润为特征的神经炎症反应[14]。而已有研究多以脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)作为刺激小胶质细胞活化的化学物来探究小胶质细胞的活化机制[15-16],且多个研究发现,ROS和Akt均参与了小胶质细胞的活化过程[17-18]。但目前对于PQ引起的小胶质细胞活化机制研究较少,ROS和Akt在PQ引起的小胶质细胞活化中的作用和关系尚需要进一步阐述。因此,本研究拟通过体外染毒和干预实验,检测PQ介导的小胶质细胞活化状态及细胞因子的改变,探究ROS和Akt磷酸化在PQ介导的小胶质细胞活化过程中的作用。
主要试剂:PQ、L-谷氨酰胺、青霉素-链霉素(Sigma公司,美国),胎牛血清(fatal bovine serum,FBS;Gibco公司,美国),RPMI 1640培养基(Cytiva公司,美国),细胞因子(IL-6、TNF-α、IL-1β、IL-4、TGF-β、IGF-1)ELISA试剂盒(达科为生物技术有限公司,中国),2',7'-二氯荧光黄双乙酸盐(2,7-dichlorodihydrofluorescein diacetate,DCFH-DA)ROS荧光探针、细胞计数试剂盒8(cell counting kit-8,CCK-8)(碧云天生物科技有限公司,中国),PCR引物(生工生物有限公司,中国),流式穿膜试剂(BD公司,美国)。流式细胞抗体包括:异硫氰酸荧光素(fluorescein Isothiocyanate,FITC)-抗-iNOS抗体,别藻蓝蛋白(allophycocyanin,APC)-抗-甘露糖受体(mannose receptor,又称CD206)抗体,兔抗鼠-p-Akt抗体及FITC标记的二抗,均购自美国Thermo Fisher公司。常见的ROS干预试剂N-乙酰半胱氨酸(N-acetylcysteine,NAC)、Akt干预试剂Akt抑制剂(Akt inhibitor Ⅷ)和Akt激活剂(SC79)均购自碧云天生物科技有限公司。主要仪器:荧光酶标仪(Biotech公司,美国),BD LSR Fortessa流式细胞仪(BD公司,美国)。
小鼠小胶质细胞系BV-2细胞购自中国盖宁生物公司。细胞采用RPMI 1640培养基(含10%FBS,2 mmol·L-1 L-谷氨酰胺和100 U·L-1的青霉素-链霉素),在5% CO2、37℃恒温细胞培养箱中培养。PQ用无菌磷酸盐缓冲液(phosphate buffered solution,PBS)溶解,制备20 mg·mL-1的储备液,于-80℃保存,在细胞处理时用培养基进行稀释。为进行细胞活力的检测,设置0、1、3.3、10、33、100 μmol·L-1浓度梯度,在96孔板中进行PQ染毒12 h。选择不引起细胞活力改变的最高浓度进行后续实验。后续实验均在48孔板中进行细胞处理。以培养基组作为阴性对照,设置PQ染毒组,2 mmol·L-1 NAC干预组和5μmol·L-1 Akt抑制剂干预组及20μmol·L-1 Akt激活剂干预组,干预组均采用干预试剂处理细胞2 h后,更换含33 μmol·L-1 PQ培养基染毒12 h的方式进行处理。NAC处理后,检测小胶质细胞ROS、p-Akt相对水平的改变及不同表型的标志(M1活化表型为iNOS,M2活化表型为CD206)和IL-1β的基因表达水平;Akt抑制剂/激活剂处理后,检测细胞ROS、p-Akt、iNOS、CD206和IL-1β相对水平的改变。
将BV-2细胞悬液接种于96孔板中,每孔100 μL,接种密度约为5×104孔-1,培养12 h使细胞良好贴壁后,按照上述方法进行细胞处理。在细胞染毒后,每孔加入10 μL CCK-8试剂,孵育1 h。培养结束后,采用酶标仪在450 nm波长下进行检测,采用实验组与对照组光密度的比值计算细胞相对活性。
将细胞悬液接种于48孔板中,每孔500 μL,接种细胞密度约为2.5×105孔-1,培养12 h使细胞稳定贴壁后,按照上述方法进行处理,收集上清,在500×g转速下离心5 min以去除上清中可能存在的细胞,按照不同试剂盒的说明进行ELISA,检测细胞分泌的细胞因子(IL-6、TNF-α、IL-1β、IL-4、TGF-β、IGF-1)。
细胞处理结束后,用胰蛋白酶消化细胞,消化结束后用小牛血清(fetal calf serum,FCS)缓冲液(体积分数为FCS: PBS=1: 19)重悬,并转移到流式细胞板中(200 μL·孔-1),向各孔加入荧光探针DCFH-DA至终浓度为10 μmol·L-1,于37℃培养箱中孵育20 min,采用LSR Fortessa流式细胞仪检测荧光强度,采用FlowJo V10.0.7进行数据分析。
48孔板培养并进行相应处理后,用胰蛋白酶消化,FCS缓冲液重悬,并转移到流式细胞板中(200μL·孔-1)。使用Fc封闭抗体在冰上封闭30 min,再进行膜蛋白CD206染色,加入相应抗体,在避光条件下反应30 min。对于胞内蛋白,采用穿膜试剂处理20~30 min后,加入相应抗体。处理好的样品采用LSR Fortessa流式细胞仪检测,并使用FlowJo V10.0.7进行数据分析。所使用的抗体包括FITC-抗-iNOS抗体(1: 400),APC-抗-CD206抗体(1: 400),兔抗鼠-p-AKT抗体(1: 400)及FITC标记的二抗(1: 400)。
NAC处理后的细胞经胰蛋白酶消化后,用1 mL Trizol试剂进行细胞裂解和RNA的提取,根据反转录试剂盒说明进行cDNA的合成。合成好的cDNA按照以下流程进行PCR反应程序:95 ℃ 30 s,95 ℃ 5 s,60℃ 34 s,共设置40个循环;在循环完成后,95℃ 15 s,60 ℃ 1 min,95 ℃ 15 s获得溶解曲线。以磷酸甘油醛脱氢酶(reduced glyceraldehyde-phosphate dehydrogenase,GAPDH)为内参,采用比较Ct值法进行计算。RT-PCR所使用的引物序列如表 1所示。
RT-PCR引物序列
Table1.RT-PCR primer sequences
采用SPSS 25.0软件进行统计学分析,数据以均数±标准差表示。多组间比较采用单因素方差分析,LSD法进行事后两两比较。检验水准为α=0.05(双侧检验)。
以培养基组作为阴性对照组,设置1、3.3、10、33、100 μmol·L-1浓度梯度进行PQ染毒12 h后,CCK-8结果显示,在100 μmol·L-1浓度处理12 h时,细胞活力下降。见图 1。参考相关研究的浓度设置[19],选择不引起小胶质细胞活性改变的最高浓度(33 μmol·L-1)进行后续实验。
PQ对小胶质细胞相对活性的影响(n=5)
Figure1.Effects of PQ on cell viability of microglia (n=5)
与对照组相比,iNOS水平升高(t=8.912,P < 0.001),而CD206未见改变(P > 0.05)(图 2A)。与表型改变结果一致,M1活化表型分泌的促炎细胞因子IL-6、TNF-α、IL-1β均升高(t值分别为2.710、3.342、5.078,均P < 0.05),而M2表型分泌的细胞因子IL-4、TGF-β、IGF-1则未见改变(图 2B)。
PQ对小胶质细胞活化表型(A,n=6)和细胞因子分泌(B,n ≥ 3)的影响
Figure2.Effects of PQ on microglia phenotypes (A, n=6) and cytokine secretion (B, n ≥ 3)
相比于对照组,PQ染毒组胞内ROS升高(t=11.907,P < 0.001),而Akt磷酸化则受到抑制(t=6.152,P < 0.001)。在使用NAC干预胞内ROS后,相比于PQ染毒组,p-Akt得到恢复(t=6.438,P < 0.001)(图 3A)。在基因表达上,相比于对照组,PQ染毒组的iNOS、CD206和IL-1β基因表达均增加(t=9.648、3.098、10.802,分别P < 0.001,P < 0.05,P < 0.001)。在使用NAC预处理后,三者的基因表达水平均受到抑制(与PQ染毒组相比,t=15.457、9.106、6.912,均P < 0.001)(图 3B)。
ROS干预对PQ引起的Akt磷酸化(A,n=6)和细胞表型相关基因表达(B,n=5)改变的影响
Figure3.Effects of ROS intervention on changes of Akt phosphorylation (A, n=6) and microglia activation associated-gene expression (B, n=5) induced by PQ
与PQ染毒组相比,p-Akt的改变与抑制剂和激活剂的干预预期一致;对于ROS,无论是Akt抑制剂干预组还是激活剂干预组,ROS均未见改变(t=0.597、0.722,均P > 0.05)(图 4A)。对于细胞活化表型和细胞因子分泌,与PQ染毒组相比,iNOS水平和IL-1β的分泌在使用Akt抑制剂干预后进一步升高(t=8.021、3.684,分别P < 0.001,P < 0.01),而CD206水平降低(t=2.662,P < 0.05)。使用Akt激活剂干预后,iNOS降低(t=6.438,P < 0.001),IL-1β减少(t=4.325,P < 0.01),PQ介导的M1活化被抑制;同时,CD206升高(t=17.471,P < 0.001),M2表型被激活(图 4B)。
Akt干预对PQ引起的p-Akt和ROS(A)及细胞活化表型和因子分泌(iNOS、CD206和IL-1β)(B)改变的影响(n=6)
Figure4.Effects of Akt intervention on changes of p-Akt and ROS (A), and microglia phenotypes and cytokines (iNOS, CD206 and IL-1β) (B) induced by PQ (n=6)
PQ是一种具有神经毒性的除草剂,可引起小胶质细胞的促炎活化[20],但其机制尚不明确。本研究观察到PQ介导了小胶质细胞的M1活化和多种促炎因子的分泌;同时,胞内ROS升高,但Akt的磷酸化受到抑制。在使用ROS抑制剂处理后,小胶质细胞的两种活化表型均被抑制,使小胶质细胞倾向于恢复静息状态。Akt的干预实验揭示了Akt磷酸化能够调节PQ介导的小胶质细胞活化方向。
小胶质细胞的促炎活化能分泌大量的细胞因子,产生中枢神经系统的免疫应答,对神经元产生损伤作用[21]。许多研究发现,PQ在较低浓度下即可激活小胶质细胞,使其向M1活化表型转变[22-23]。本研究观察到PQ能够引起BV-2细胞M1活化标志iNOS的升高及促炎细胞因子分泌的增加,表明PQ能够介导小胶质细胞向M1活化表型转变,与上述研究结果一致。IL-6、TNF-α和IL-1β是典型的小胶质细胞M1活化表型大量分泌的细胞因子,在神经炎症相关疾病中发挥作用[24]。本研究观察到促炎细胞因子的明显升高。IL-1β的大量释放是神经免疫的共同特征。本课题组的动物实验研究发现,对小鼠腹腔注射PQ,可引起小鼠脑中小胶质细胞的M1活化和IL-1β水平升高,影响神经干细胞增殖,并进而影响小鼠记忆功能[25]。因此,在后续的实验中,IL-1β可作为典型促炎因子代表性反映细胞因子的改变。
PQ进入细胞后能引起烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸(nicotinamide adenine dinucleotide phosphate,NADPH)氧化酶的活化,并诱导ROS的产生[26],ROS的过量生成在小胶质细胞促炎反应中发挥重要作用。研究发现,线粒体ROS能够调节多种胞内信号通路,如丝裂原激活的蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase,MAPK)通路和核因子κB(nuclear factor kappa-B,NF-κB)信号通路等,进而促进小胶质细胞的炎性活化[27-28]。本研究观察到PQ可引起小胶质细胞胞内ROS的增加,并最终引起小胶质细胞的M1活化。在使用NAC干预ROS后,PQ引起的小胶质细胞的M1表型被抑制,有趣的是,小胶质细胞M2活化标志CD206的基因表达也受到抑制,说明抑制ROS可同时抑制小胶质细胞的M1和M2活化,提示ROS的升高可能是PQ介导的小胶质细胞活化的初始事件。
研究发现,Akt在不同化学物引起的小胶质细胞活化中的作用不同。β淀粉样蛋白可抑制Akt磷酸化,进而引起小胶质细胞的促炎活化[29];而LPS则能增强Akt的磷酸化,促进小胶质细胞的促炎活化[30]。本研究发现,PQ能够抑制Akt的磷酸化,引起小胶质细胞M1活化标志的升高,且使用Akt抑制剂干预后,M1活化进一步增强;而使用Akt激活剂干预后,小胶质细胞M1活化表型被抑制,同时,M2活化表型升高。这些结果提示,Akt磷酸化能够有效改善PQ引起的促炎活化,并使活化表型向抑炎和修复表型转变。因此,Akt磷酸化在小胶质细胞活化过程中可能发挥着调节作用,是一个潜在的治疗靶点。目前关于Akt在PQ产生的小胶质细胞活化中的作用未见报道,本研究初步发现并报道了Akt磷酸化在PQ与常用模型LPS之间存在差异。
由于ROS与Akt磷酸化在PQ介导的小胶质细胞活化中的关系相关研究缺乏,因此二者的关系在本研究中也被探讨。在LPS的相关研究中,LPS刺激引起的ROS升高能够激活磷酸肌醇-3激酶(phosphatidylinositol-3 kinase,PI3K)-Akt通路,进而促进小胶质细胞的M1活化[17]。而在本研究中,PQ引起的ROS升高抑制了Akt磷酸化,且这种抑制能够被NAC逆转。此外,Akt亦能够通过激活抗氧化应激的重要因子,如核因子E2相关因子2(nuclear factor erythroid-2 related factor 2,Nrf2),增强细胞抗氧化能力[31]。但在本研究中,Akt的干预不影响PQ诱导的ROS的生成。其原因可能是,PQ在染毒期间持续存在,因此能够持续刺激ROS的生成,产生无法逆转的ROS升高。
综上,PQ能够引起小胶质细胞的促炎活化和细胞因子升高,ROS和Akt磷酸化在这个过程中发挥重要作用。ROS的升高抑制了Akt的磷酸化,削弱了Akt对小胶质细胞表型的调节作用。本研究仅从体外实验探究了ROS和Akt磷酸化的作用,而PQ在机体内引起神经炎症反应的机制很复杂,需要进一步研究。
RT-PCR引物序列
Table 1RT-PCR primer sequences
PQ对小胶质细胞相对活性的影响(n=5)
Figure 1Effects of PQ on cell viability of microglia (n=5)
PQ对小胶质细胞活化表型(A,n=6)和细胞因子分泌(B,n ≥ 3)的影响
Figure 2Effects of PQ on microglia phenotypes (A, n=6) and cytokine secretion (B, n ≥ 3)
ROS干预对PQ引起的Akt磷酸化(A,n=6)和细胞表型相关基因表达(B,n=5)改变的影响
Figure 3Effects of ROS intervention on changes of Akt phosphorylation (A, n=6) and microglia activation associated-gene expression (B, n=5) induced by PQ
Akt干预对PQ引起的p-Akt和ROS(A)及细胞活化表型和因子分泌(iNOS、CD206和IL-1β)(B)改变的影响(n=6)
Figure 4Effects of Akt intervention on changes of p-Akt and ROS (A), and microglia phenotypes and cytokines (iNOS, CD206 and IL-1β) (B) induced by PQ (n=6)
[1] |
BERRY C, LA VECCHIA C, NICOTERA P. Paraquat and Parkinson's disease[J]. Cell Death Differ, 2010, 17(7):1115-1125. DOI: 10.1038/cdd.2009.217 |
[2] |
FRIGERIO R, SANFT K R, GROSSARDT B R, et al. Chemical exposures and Parkinson's disease:a population-based case-control study[J]. Mov Disord, 2006, 21(10):1688-1692. DOI: 10.1002/mds.21009 |
[3] |
GBD 2016 Parkinson's Disease Collaborators. Global, regional, and national burden of Parkinson's disease, 1990-2016:a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016[J]. Lancet Neurol, 2018, 17(11):939-953. DOI: 10.1016/S1474-4422(18)30295-3 |
[4] |
GAN L, JOHNSON J A. Oxidative damage and the Nrf2-ARE pathway in neurodegenerative diseases[J]. Biochim Biophys Acta, 2014, 1842(8):1208-1218. DOI: 10.1016/j.bbadis.2013.12.011 |
[5] |
LI Q, BARRES B A. Microglia and macrophages in brain homeostasis and disease[J]. Nat Rev Immunol, 2018, 18(4):225-242. DOI: 10.1038/nri.2017.125 |
[6] |
YANG Q Q, ZHOU J W. Neuroinflammation in the central nervous system:symphony of glial cells[J]. Glia, 2019, 67(6):1017-1035. DOI: 10.1002/glia.23571 |
[7] |
MOEHLE M S, WEST A B. M1 and M2 immune activation in Parkinson's Disease:foe and ally?[J]. Neuroscience, 2015, 302:59-73. DOI: 10.1016/j.neuroscience.2014.11.018 |
[8] |
TANG Y, LE W. Differential roles of M1 and M2 microglia in neurodegenerative diseases[J]. Mol Neurobiol, 2016, 53(2):1181-1194. DOI: 10.1007/s12035-014-9070-5 |
[9] |
HENEKA M T, KUMMER M P, LATZ E. Innate immune activation in neurodegenerative disease[J]. Nat Rev Immunol, 2014, 14(7):463-477. DOI: 10.1038/nri3705 |
[10] |
ANGELOVA P R, ABRAMOV A Y. Role of mitochondrial ROS in the brain:from physiology to neurodegeneration[J]. FEBS Letters, 2018, 592(5):692-702. DOI: 10.1002/1873-3468.12964 |
[11] |
DRÖGE W. Free radicals in the physiological control of cell function[J]. Physiol Rev, 2002, 82(1):47-95. DOI: 10.1152/physrev.00018.2001 |
[12] |
BÓRQUEZ D A, URRUTIA P J, WILSON C, et al. Dissecting the role of redox signaling in neuronal development[J]. J Neurochem, 2016, 137(4):506-517. DOI: 10.1111/jnc.13581 |
[13] |
RAI S N, DILNASHIN H, BIRLA H, et al. The role of PI3K/Akt and ERK in neurodegenerative disorders[J]. Neurotox Res, 2019, 35(3):775-795. DOI: 10.1007/s12640-019-0003-y |
[14] |
CHE Y, HOU L, SUN F, et al. Taurine protects dopaminergic neurons in a mouse Parkinson's disease model through inhibition of microglial M1 polarization[J]. Cell Death Dis, 2018, 9(4):435. DOI: 10.1038/s41419-018-0468-2 |
[15] |
JUNG J S, CHOI M J, LEE Y Y, et al. Suppression of lipopolysaccharide-induced neuroinflammation by Morin via MAPK, PI3K/Akt, and PKA/HO-1 signaling pathway modulation[J]. J Agric Food Chem, 2017, 65(2):373-382. DOI: 10.1021/acs.jafc.6b05147 |
[16] |
BURGUILLOS M A, DEIERBORG T, KAVANAGH E, et al. Caspase signalling controls microglia activation and neurotoxicity[J]. Nature, 2011, 472(7343):319-324. DOI: 10.1038/nature09788 |
[17] |
JIANG K, GUO S, YANG C, et al. Barbaloin protects against lipopolysaccharide(LPS) -induced acute lung injury by inhibiting the ROS-mediated PI3K/AKT/NF-κB pathway[J]. Int Immunopharmacol, 2018, 64:140-150. DOI: 10.1016/j.intimp.2018.08.023 |
[18] |
HUANG B, LIU J, MENG T, et al. Polydatin Prevents Lipopolysaccharide(LPS) -Induced Parkinson's Disease via Regulation of the AKT/GSK3β-Nrf2/NF-κB Signaling Axis[J]. Front Immunol, 2018, 9:2527. DOI: 10.3389/fimmu.2018.02527 |
[19] |
SUN Y, ZHENG J, XU Y, et al. Paraquat-induced inflammatory response of microglia through HSP60/TLR4 signaling[J]. Human Exp Toxicol, 2018, 37(11):1161-1168. DOI: 10.1177/0960327118758152 |
[20] |
PURISAI M G, MCCORMACK A L, CUMINE S, et al. Microglial activation as a priming event leading to paraquat-induced dopaminergic cell degeneration[J]. Neurobiol Dis, 2007, 25(2):392-400. DOI: 10.1016/j.nbd.2006.10.008 |
[21] |
BUTOVSKY O, WEINER H L. Microglial signatures and their role in health and disease[J]. Nat Rev Neurosci, 2018, 19(10):622-635. DOI: 10.1038/s41583-018-0057-5 |
[22] |
HUANG M, LI Y, WU K, et al. Paraquat modulates microglia M1/M2 polarization via activation of TLR4-mediated NF-κB signaling pathway[J]. Chem-Biol Interact, 2019, 310:108743. DOI: 10.1016/j.cbi.2019.108743 |
[23] |
MITRA S, CHAKRABARTI N, BHATTACHARYYA A. Differential regional expression patterns of α-synuclein, TNF-α, and IL-1β; and variable status of dopaminergic neurotoxicity in mouse brain after Paraquat treatment[J]. J Neuroinflammation, 2011, 8(1):163. DOI: 10.1186/1742-2094-8-163 |
[24] |
VAY S U, FLITSCH L J, RABENSTEIN M, et al. The plasticity of primary microglia and their multifaceted effects on endogenous neural stem cells in vitro and in vivo[J]. J Neuroinflammation, 2018, 15(1):226. DOI: 10.1186/s12974-018-1261-y |
[25] |
LI Q, XIAO H, SHAO Y, et al. Paraquat increases Interleukin-1β in hippocampal dentate gyrus to impair hippocampal neurogenesis in adult mice[J]. Ecotoxicol Environ Saf, 2020, 200:110733. DOI: 10.1016/j.ecoenv.2020.110733 |
[26] |
HOU L, HUANG R, SUN F, et al. NADPH oxidase regulates paraquat and maneb-induced dopaminergic neurodegeneration through ferroptosis[J]. Toxicology, 2019, 417:64-73. DOI: 10.1016/j.tox.2019.02.011 |
[27] |
PARK J, MIN J S, KIM B, et al. Mitochondrial ROS govern the LPS-induced pro-inflammatory response in microglia cells by regulating MAPK and NF-κB pathways[J]. Neurosci Lett, 2015, 584:191-196. DOI: 10.1016/j.neulet.2014.10.016 |
[28] |
PENG J, STEVENSON F F, OO M L, et al. Iron-enhanced paraquat-mediated dopaminergic cell death due to increased oxidative stress as a consequence of microglial activation[J]. Free Rad Biol Med, 2009, 46(2):312-320. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2008.10.045 |
[29] |
SHI X, CAI X, DI W, et al. MFG-E8 selectively inhibited Aβ-induced microglial M1 polarization via NF-κB and PI3K-Akt pathways[J]. Mol Neurobiol, 2017, 54(10):7777-7788. DOI: 10.1007/s12035-016-0255-y |
[30] |
CIANCIULLI A, CALVELLO R, PORRO C, et al. PI3k/Akt signalling pathway plays a crucial role in the anti-inflammatory effects of curcumin in LPS-activated microglia[J]. Int Immunopharmacol, 2016, 36:282-290. DOI: 10.1016/j.intimp.2016.05.007 |
[31] |
HUANG B, HE D, CHEN G, et al. α-Cyperone inhibits LPS-induced inflammation in BV-2 cells through activation of Akt/Nrf2/HO-1 and suppression of the NF-κB pathway[J]. Food Funct, 2018, 9(5):2735-2743. DOI: 10.1039/C8FO00057C |
[基金项目] 国家自然科学基金项目(81673202,81773472)
[作者简介]
[收稿日期] 2020-09-24
引用格式
肖洪喜,
李倩,
邵一鸣, 等.
活性氧和蛋白激酶B磷酸化在百草枯介导的小胶质细胞活化中的作用[J].环境与职业医学,
2021, 38(1): 44-50.
doi:10.13213/j.cnki.jeom.2021.20451.
XIAO Hongxi , LI Qian , SHAO Yiming , CHANG Xiuli , ZHOU Zhijun . Roles of reactive oxygen species and protein kinase B phosphorylation in paraquat-mediated microglia activation.Journal of Environmental & Occupational Medicine, 2021, 38(1): 44-50. doi:10.13213/j.cnki.jeom.2021.20451.