表1
RT-PCR引物序列
Table1.RT-PCR primer sequences
2021, 38(1):44-50.doi:10.13213/j.cnki.jeom.2021.20451
百草枯（paraquat，PQ）是一种于1958年开发出来的季铵盐类除草剂，其化学结构与神经毒物1-甲基-4-苯基-1，2，3，6-四氢吡啶（1-methyl-4-phenyl-1，2，3，6-tetrahydropyridine，MPTP）的活性代谢产物N-甲基-4-苯基吡啶阳离子盐（1-methyl-4-phenylpyridinium Ion，MPP+）相似，是一种公认的具有神经毒性的化合物。流行病学与动物实验均显示，PQ的长期低剂量暴露与帕金森病的发生和发展有关[1-2]。
帕金森病是临床常见的一种神经退行性疾病，全球患者人数超过600万[3]，但发病机制尚不明确。越来越多的研究表明，神经炎症在神经退行性疾病的发生和发展过程中发挥重要作用[4-5]。小胶质细胞是中枢神经系统的固有免疫细胞，在中枢神经系统出现损伤或化学物侵袭时迅速活化，产生神经炎症反应[6]。小胶质细胞活化方式分为两种：经典活化，也称M1活化；选择活化，也称M2活化[7]。M1活化表型特征为分泌多种促炎因子[如诱导型一氧化氮合酶（inducible Nitric Oxide Synthase，iNOS）、白介素6（interleukin 6，IL-6）、白介素1β（interleukin 1β，IL-1β）、肿瘤坏死因子α（tumor necrosis factor α，TNF-α）等]；M2活化表型则分泌多种抑炎因子[如白介素4（interleukin 4，IL-4）、精氨酸1（arginine 1，Arg1）、胰岛素样生长因子1（insulin-like growth factor 1，IGF1）、转化生长因子β（transforming growth factor β，TGF-β）等]和神经营养因子[8]。持续的M1活化介导的神经炎症反应所分泌的促炎因子对神经元产生损伤作用；而M2活化产生的炎症调节因子和神经营养因子则可以抑制神经炎症，并发挥组织修复作用[9]。活性氧（reactive oxygen species，ROS）被认为与多种神经退行性疾病的发生有关，如阿尔兹海默病、帕金森病等[10]。在缺氧、营养缺乏、化学因素损伤等情况下，细胞ROS的生成和清除平衡被打破，造成ROS累积过多，进而对细胞产生损伤作用[11-12]。蛋白激酶B（protein kinase B，PKB）也被称为Akt，是一种丝氨酸-苏氨酸激酶，在细胞内广泛存在，参与多种生物过程，如细胞生存、生长、信号转导和凋亡等[13]。
研究发现，PQ体内染毒能够引起小鼠大脑小胶质细胞活化，并产生以多种炎症因子浸润为特征的神经炎症反应[14]。而已有研究多以脂多糖（lipopolysaccharide，LPS）作为刺激小胶质细胞活化的化学物来探究小胶质细胞的活化机制[15-16]，且多个研究发现，ROS和Akt均参与了小胶质细胞的活化过程[17-18]。但目前对于PQ引起的小胶质细胞活化机制研究较少，ROS和Akt在PQ引起的小胶质细胞活化中的作用和关系尚需要进一步阐述。因此，本研究拟通过体外染毒和干预实验，检测PQ介导的小胶质细胞活化状态及细胞因子的改变，探究ROS和Akt磷酸化在PQ介导的小胶质细胞活化过程中的作用。
主要试剂：PQ、L-谷氨酰胺、青霉素-链霉素（Sigma公司，美国），胎牛血清（fatal bovine serum，FBS；Gibco公司，美国），RPMI 1640培养基（Cytiva公司，美国），细胞因子（IL-6、TNF-α、IL-1β、IL-4、TGF-β、IGF-1）ELISA试剂盒（达科为生物技术有限公司，中国），2'，7'-二氯荧光黄双乙酸盐（2，7-dichlorodihydrofluorescein diacetate，DCFH-DA）ROS荧光探针、细胞计数试剂盒8（cell counting kit-8，CCK-8）（碧云天生物科技有限公司，中国），PCR引物（生工生物有限公司，中国），流式穿膜试剂（BD公司，美国）。流式细胞抗体包括：异硫氰酸荧光素（fluorescein Isothiocyanate，FITC）-抗-iNOS抗体，别藻蓝蛋白（allophycocyanin，APC）-抗-甘露糖受体（mannose receptor，又称CD206）抗体，兔抗鼠-p-Akt抗体及FITC标记的二抗，均购自美国Thermo Fisher公司。常见的ROS干预试剂N-乙酰半胱氨酸（N-acetylcysteine，NAC）、Akt干预试剂Akt抑制剂（Akt inhibitor Ⅷ）和Akt激活剂（SC79）均购自碧云天生物科技有限公司。主要仪器：荧光酶标仪（Biotech公司，美国），BD LSR Fortessa流式细胞仪（BD公司，美国）。
小鼠小胶质细胞系BV-2细胞购自中国盖宁生物公司。细胞采用RPMI 1640培养基（含10%FBS，2 mmol·L-1 L-谷氨酰胺和100 U·L-1的青霉素-链霉素），在5% CO2、37℃恒温细胞培养箱中培养。PQ用无菌磷酸盐缓冲液（phosphate buffered solution，PBS）溶解，制备20 mg·mL-1的储备液，于-80℃保存，在细胞处理时用培养基进行稀释。为进行细胞活力的检测，设置0、1、3.3、10、33、100 μmol·L-1浓度梯度，在96孔板中进行PQ染毒12 h。选择不引起细胞活力改变的最高浓度进行后续实验。后续实验均在48孔板中进行细胞处理。以培养基组作为阴性对照，设置PQ染毒组，2 mmol·L-1 NAC干预组和5μmol·L-1 Akt抑制剂干预组及20μmol·L-1 Akt激活剂干预组，干预组均采用干预试剂处理细胞2 h后，更换含33 μmol·L-1 PQ培养基染毒12 h的方式进行处理。NAC处理后，检测小胶质细胞ROS、p-Akt相对水平的改变及不同表型的标志（M1活化表型为iNOS，M2活化表型为CD206）和IL-1β的基因表达水平；Akt抑制剂/激活剂处理后，检测细胞ROS、p-Akt、iNOS、CD206和IL-1β相对水平的改变。
将BV-2细胞悬液接种于96孔板中，每孔100 μL，接种密度约为5×104孔-1，培养12 h使细胞良好贴壁后，按照上述方法进行细胞处理。在细胞染毒后，每孔加入10 μL CCK-8试剂，孵育1 h。培养结束后，采用酶标仪在450 nm波长下进行检测，采用实验组与对照组光密度的比值计算细胞相对活性。
将细胞悬液接种于48孔板中，每孔500 μL，接种细胞密度约为2.5×105孔-1，培养12 h使细胞稳定贴壁后，按照上述方法进行处理，收集上清，在500×g转速下离心5 min以去除上清中可能存在的细胞，按照不同试剂盒的说明进行ELISA，检测细胞分泌的细胞因子（IL-6、TNF-α、IL-1β、IL-4、TGF-β、IGF-1）。
细胞处理结束后，用胰蛋白酶消化细胞，消化结束后用小牛血清（fetal calf serum，FCS）缓冲液（体积分数为FCS: PBS=1: 19）重悬，并转移到流式细胞板中（200 μL·孔-1），向各孔加入荧光探针DCFH-DA至终浓度为10 μmol·L-1，于37℃培养箱中孵育20 min，采用LSR Fortessa流式细胞仪检测荧光强度，采用FlowJo V10.0.7进行数据分析。
48孔板培养并进行相应处理后，用胰蛋白酶消化，FCS缓冲液重悬，并转移到流式细胞板中（200μL·孔-1）。使用Fc封闭抗体在冰上封闭30 min，再进行膜蛋白CD206染色，加入相应抗体，在避光条件下反应30 min。对于胞内蛋白，采用穿膜试剂处理20~30 min后，加入相应抗体。处理好的样品采用LSR Fortessa流式细胞仪检测，并使用FlowJo V10.0.7进行数据分析。所使用的抗体包括FITC-抗-iNOS抗体（1: 400），APC-抗-CD206抗体（1: 400），兔抗鼠-p-AKT抗体（1: 400）及FITC标记的二抗（1: 400）。
NAC处理后的细胞经胰蛋白酶消化后，用1 mL Trizol试剂进行细胞裂解和RNA的提取，根据反转录试剂盒说明进行cDNA的合成。合成好的cDNA按照以下流程进行PCR反应程序：95 ℃ 30 s，95 ℃ 5 s，60℃ 34 s，共设置40个循环；在循环完成后，95℃ 15 s，60 ℃ 1 min，95 ℃ 15 s获得溶解曲线。以磷酸甘油醛脱氢酶（reduced glyceraldehyde-phosphate dehydrogenase，GAPDH）为内参，采用比较Ct值法进行计算。RT-PCR所使用的引物序列如表 1所示。
RT-PCR引物序列
Table1.RT-PCR primer sequences
采用SPSS 25.0软件进行统计学分析，数据以均数±标准差表示。多组间比较采用单因素方差分析，LSD法进行事后两两比较。检验水准为α=0.05（双侧检验）。
以培养基组作为阴性对照组，设置1、3.3、10、33、100 μmol·L-1浓度梯度进行PQ染毒12 h后，CCK-8结果显示，在100 μmol·L-1浓度处理12 h时，细胞活力下降。见图 1。参考相关研究的浓度设置[19]，选择不引起小胶质细胞活性改变的最高浓度（33 μmol·L-1）进行后续实验。
PQ对小胶质细胞相对活性的影响（n=5）
Figure1.Effects of PQ on cell viability of microglia (n=5)
与对照组相比，iNOS水平升高（t=8.912，P < 0.001），而CD206未见改变（P > 0.05）（图 2A）。与表型改变结果一致，M1活化表型分泌的促炎细胞因子IL-6、TNF-α、IL-1β均升高（t值分别为2.710、3.342、5.078，均P < 0.05），而M2表型分泌的细胞因子IL-4、TGF-β、IGF-1则未见改变（图 2B）。
PQ对小胶质细胞活化表型（A，n=6）和细胞因子分泌（B，n ≥ 3）的影响
Figure2.Effects of PQ on microglia phenotypes (A, n=6) and cytokine secretion (B, n ≥ 3)
相比于对照组，PQ染毒组胞内ROS升高（t=11.907，P < 0.001），而Akt磷酸化则受到抑制（t=6.152，P < 0.001）。在使用NAC干预胞内ROS后，相比于PQ染毒组，p-Akt得到恢复（t=6.438，P < 0.001）（图 3A）。在基因表达上，相比于对照组，PQ染毒组的iNOS、CD206和IL-1β基因表达均增加（t=9.648、3.098、10.802，分别P < 0.001，P < 0.05，P < 0.001）。在使用NAC预处理后，三者的基因表达水平均受到抑制（与PQ染毒组相比，t=15.457、9.106、6.912，均P < 0.001）（图 3B）。
ROS干预对PQ引起的Akt磷酸化（A，n=6）和细胞表型相关基因表达（B，n=5）改变的影响
Figure3.Effects of ROS intervention on changes of Akt phosphorylation (A, n=6) and microglia activation associated-gene expression (B, n=5) induced by PQ
与PQ染毒组相比，p-Akt的改变与抑制剂和激活剂的干预预期一致；对于ROS，无论是Akt抑制剂干预组还是激活剂干预组，ROS均未见改变（t=0.597、0.722，均P > 0.05）（图 4A）。对于细胞活化表型和细胞因子分泌，与PQ染毒组相比，iNOS水平和IL-1β的分泌在使用Akt抑制剂干预后进一步升高（t=8.021、3.684，分别P < 0.001，P < 0.01），而CD206水平降低（t=2.662，P < 0.05）。使用Akt激活剂干预后，iNOS降低（t=6.438，P < 0.001），IL-1β减少（t=4.325，P < 0.01），PQ介导的M1活化被抑制；同时，CD206升高（t=17.471，P < 0.001），M2表型被激活（图 4B）。
Akt干预对PQ引起的p-Akt和ROS（A）及细胞活化表型和因子分泌（iNOS、CD206和IL-1β）（B）改变的影响（n=6）
Figure4.Effects of Akt intervention on changes of p-Akt and ROS (A), and microglia phenotypes and cytokines (iNOS, CD206 and IL-1β) (B) induced by PQ (n=6)
PQ是一种具有神经毒性的除草剂，可引起小胶质细胞的促炎活化[20]，但其机制尚不明确。本研究观察到PQ介导了小胶质细胞的M1活化和多种促炎因子的分泌；同时，胞内ROS升高，但Akt的磷酸化受到抑制。在使用ROS抑制剂处理后，小胶质细胞的两种活化表型均被抑制，使小胶质细胞倾向于恢复静息状态。Akt的干预实验揭示了Akt磷酸化能够调节PQ介导的小胶质细胞活化方向。
小胶质细胞的促炎活化能分泌大量的细胞因子，产生中枢神经系统的免疫应答，对神经元产生损伤作用[21]。许多研究发现，PQ在较低浓度下即可激活小胶质细胞，使其向M1活化表型转变[22-23]。本研究观察到PQ能够引起BV-2细胞M1活化标志iNOS的升高及促炎细胞因子分泌的增加，表明PQ能够介导小胶质细胞向M1活化表型转变，与上述研究结果一致。IL-6、TNF-α和IL-1β是典型的小胶质细胞M1活化表型大量分泌的细胞因子，在神经炎症相关疾病中发挥作用[24]。本研究观察到促炎细胞因子的明显升高。IL-1β的大量释放是神经免疫的共同特征。本课题组的动物实验研究发现，对小鼠腹腔注射PQ，可引起小鼠脑中小胶质细胞的M1活化和IL-1β水平升高，影响神经干细胞增殖，并进而影响小鼠记忆功能[25]。因此，在后续的实验中，IL-1β可作为典型促炎因子代表性反映细胞因子的改变。
PQ进入细胞后能引起烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸（nicotinamide adenine dinucleotide phosphate，NADPH）氧化酶的活化，并诱导ROS的产生[26]，ROS的过量生成在小胶质细胞促炎反应中发挥重要作用。研究发现，线粒体ROS能够调节多种胞内信号通路，如丝裂原激活的蛋白激酶（mitogen-activated protein kinase，MAPK）通路和核因子κB（nuclear factor kappa-B，NF-κB）信号通路等，进而促进小胶质细胞的炎性活化[27-28]。本研究观察到PQ可引起小胶质细胞胞内ROS的增加，并最终引起小胶质细胞的M1活化。在使用NAC干预ROS后，PQ引起的小胶质细胞的M1表型被抑制，有趣的是，小胶质细胞M2活化标志CD206的基因表达也受到抑制，说明抑制ROS可同时抑制小胶质细胞的M1和M2活化，提示ROS的升高可能是PQ介导的小胶质细胞活化的初始事件。
研究发现，Akt在不同化学物引起的小胶质细胞活化中的作用不同。β淀粉样蛋白可抑制Akt磷酸化，进而引起小胶质细胞的促炎活化[29]；而LPS则能增强Akt的磷酸化，促进小胶质细胞的促炎活化[30]。本研究发现，PQ能够抑制Akt的磷酸化，引起小胶质细胞M1活化标志的升高，且使用Akt抑制剂干预后，M1活化进一步增强；而使用Akt激活剂干预后，小胶质细胞M1活化表型被抑制，同时，M2活化表型升高。这些结果提示，Akt磷酸化能够有效改善PQ引起的促炎活化，并使活化表型向抑炎和修复表型转变。因此，Akt磷酸化在小胶质细胞活化过程中可能发挥着调节作用，是一个潜在的治疗靶点。目前关于Akt在PQ产生的小胶质细胞活化中的作用未见报道，本研究初步发现并报道了Akt磷酸化在PQ与常用模型LPS之间存在差异。
由于ROS与Akt磷酸化在PQ介导的小胶质细胞活化中的关系相关研究缺乏，因此二者的关系在本研究中也被探讨。在LPS的相关研究中，LPS刺激引起的ROS升高能够激活磷酸肌醇-3激酶（phosphatidylinositol-3 kinase，PI3K）-Akt通路，进而促进小胶质细胞的M1活化[17]。而在本研究中，PQ引起的ROS升高抑制了Akt磷酸化，且这种抑制能够被NAC逆转。此外，Akt亦能够通过激活抗氧化应激的重要因子，如核因子E2相关因子2（nuclear factor erythroid-2 related factor 2，Nrf2），增强细胞抗氧化能力[31]。但在本研究中，Akt的干预不影响PQ诱导的ROS的生成。其原因可能是，PQ在染毒期间持续存在，因此能够持续刺激ROS的生成，产生无法逆转的ROS升高。
综上，PQ能够引起小胶质细胞的促炎活化和细胞因子升高，ROS和Akt磷酸化在这个过程中发挥重要作用。ROS的升高抑制了Akt的磷酸化，削弱了Akt对小胶质细胞表型的调节作用。本研究仅从体外实验探究了ROS和Akt磷酸化的作用，而PQ在机体内引起神经炎症反应的机制很复杂，需要进一步研究。
表1 RT-PCR引物序列
Table 1RT-PCR primer sequences
图 1 PQ对小胶质细胞相对活性的影响（n=5）
Figure 1Effects of PQ on cell viability of microglia (n=5)
图 2 PQ对小胶质细胞活化表型（A，n=6）和细胞因子分泌（B，n ≥ 3）的影响
Figure 2Effects of PQ on microglia phenotypes (A, n=6) and cytokine secretion (B, n ≥ 3)
图 3 ROS干预对PQ引起的Akt磷酸化（A，n=6）和细胞表型相关基因表达（B，n=5）改变的影响
Figure 3Effects of ROS intervention on changes of Akt phosphorylation (A, n=6) and microglia activation associated-gene expression (B, n=5) induced by PQ
图 4 Akt干预对PQ引起的p-Akt和ROS（A）及细胞活化表型和因子分泌（iNOS、CD206和IL-1β）（B）改变的影响（n=6）
Figure 4Effects of Akt intervention on changes of p-Akt and ROS (A), and microglia phenotypes and cytokines (iNOS, CD206 and IL-1β) (B) induced by PQ (n=6)
| [1] |
BERRY C, LA VECCHIA C, NICOTERA P. Paraquat and Parkinson's disease[J]. Cell Death Differ, 2010, 17(7):1115-1125. DOI: 10.1038/cdd.2009.217 |
| [2] |
FRIGERIO R, SANFT K R, GROSSARDT B R, et al. Chemical exposures and Parkinson's disease:a population-based case-control study[J]. Mov Disord, 2006, 21(10):1688-1692. DOI: 10.1002/mds.21009 |
| [3] |
GBD 2016 Parkinson's Disease Collaborators. Global, regional, and national burden of Parkinson's disease, 1990-2016:a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016[J]. Lancet Neurol, 2018, 17(11):939-953. DOI: 10.1016/S1474-4422(18)30295-3 |
| [4] |
GAN L, JOHNSON J A. Oxidative damage and the Nrf2-ARE pathway in neurodegenerative diseases[J]. Biochim Biophys Acta, 2014, 1842(8):1208-1218. DOI: 10.1016/j.bbadis.2013.12.011 |
| [5] |
LI Q, BARRES B A. Microglia and macrophages in brain homeostasis and disease[J]. Nat Rev Immunol, 2018, 18(4):225-242. DOI: 10.1038/nri.2017.125 |
| [6] |
YANG Q Q, ZHOU J W. Neuroinflammation in the central nervous system:symphony of glial cells[J]. Glia, 2019, 67(6):1017-1035. DOI: 10.1002/glia.23571 |
| [7] |
MOEHLE M S, WEST A B. M1 and M2 immune activation in Parkinson's Disease:foe and ally?[J]. Neuroscience, 2015, 302:59-73. DOI: 10.1016/j.neuroscience.2014.11.018 |
| [8] |
TANG Y, LE W. Differential roles of M1 and M2 microglia in neurodegenerative diseases[J]. Mol Neurobiol, 2016, 53(2):1181-1194. DOI: 10.1007/s12035-014-9070-5 |
| [9] |
HENEKA M T, KUMMER M P, LATZ E. Innate immune activation in neurodegenerative disease[J]. Nat Rev Immunol, 2014, 14(7):463-477. DOI: 10.1038/nri3705 |
| [10] |
ANGELOVA P R, ABRAMOV A Y. Role of mitochondrial ROS in the brain:from physiology to neurodegeneration[J]. FEBS Letters, 2018, 592(5):692-702. DOI: 10.1002/1873-3468.12964 |
| [11] |
DRÖGE W. Free radicals in the physiological control of cell function[J]. Physiol Rev, 2002, 82(1):47-95. DOI: 10.1152/physrev.00018.2001 |
| [12] |
BÓRQUEZ D A, URRUTIA P J, WILSON C, et al. Dissecting the role of redox signaling in neuronal development[J]. J Neurochem, 2016, 137(4):506-517. DOI: 10.1111/jnc.13581 |
| [13] |
RAI S N, DILNASHIN H, BIRLA H, et al. The role of PI3K/Akt and ERK in neurodegenerative disorders[J]. Neurotox Res, 2019, 35(3):775-795. DOI: 10.1007/s12640-019-0003-y |
| [14] |
CHE Y, HOU L, SUN F, et al. Taurine protects dopaminergic neurons in a mouse Parkinson's disease model through inhibition of microglial M1 polarization[J]. Cell Death Dis, 2018, 9(4):435. DOI: 10.1038/s41419-018-0468-2 |
| [15] |
JUNG J S, CHOI M J, LEE Y Y, et al. Suppression of lipopolysaccharide-induced neuroinflammation by Morin via MAPK, PI3K/Akt, and PKA/HO-1 signaling pathway modulation[J]. J Agric Food Chem, 2017, 65(2):373-382. DOI: 10.1021/acs.jafc.6b05147 |
| [16] |
BURGUILLOS M A, DEIERBORG T, KAVANAGH E, et al. Caspase signalling controls microglia activation and neurotoxicity[J]. Nature, 2011, 472(7343):319-324. DOI: 10.1038/nature09788 |
| [17] |
JIANG K, GUO S, YANG C, et al. Barbaloin protects against lipopolysaccharide(LPS) -induced acute lung injury by inhibiting the ROS-mediated PI3K/AKT/NF-κB pathway[J]. Int Immunopharmacol, 2018, 64:140-150. DOI: 10.1016/j.intimp.2018.08.023 |
| [18] |
HUANG B, LIU J, MENG T, et al. Polydatin Prevents Lipopolysaccharide(LPS) -Induced Parkinson's Disease via Regulation of the AKT/GSK3β-Nrf2/NF-κB Signaling Axis[J]. Front Immunol, 2018, 9:2527. DOI: 10.3389/fimmu.2018.02527 |
| [19] |
SUN Y, ZHENG J, XU Y, et al. Paraquat-induced inflammatory response of microglia through HSP60/TLR4 signaling[J]. Human Exp Toxicol, 2018, 37(11):1161-1168. DOI: 10.1177/0960327118758152 |
| [20] |
PURISAI M G, MCCORMACK A L, CUMINE S, et al. Microglial activation as a priming event leading to paraquat-induced dopaminergic cell degeneration[J]. Neurobiol Dis, 2007, 25(2):392-400. DOI: 10.1016/j.nbd.2006.10.008 |
| [21] |
BUTOVSKY O, WEINER H L. Microglial signatures and their role in health and disease[J]. Nat Rev Neurosci, 2018, 19(10):622-635. DOI: 10.1038/s41583-018-0057-5 |
| [22] |
HUANG M, LI Y, WU K, et al. Paraquat modulates microglia M1/M2 polarization via activation of TLR4-mediated NF-κB signaling pathway[J]. Chem-Biol Interact, 2019, 310:108743. DOI: 10.1016/j.cbi.2019.108743 |
| [23] |
MITRA S, CHAKRABARTI N, BHATTACHARYYA A. Differential regional expression patterns of α-synuclein, TNF-α, and IL-1β; and variable status of dopaminergic neurotoxicity in mouse brain after Paraquat treatment[J]. J Neuroinflammation, 2011, 8(1):163. DOI: 10.1186/1742-2094-8-163 |
| [24] |
VAY S U, FLITSCH L J, RABENSTEIN M, et al. The plasticity of primary microglia and their multifaceted effects on endogenous neural stem cells in vitro and in vivo[J]. J Neuroinflammation, 2018, 15(1):226. DOI: 10.1186/s12974-018-1261-y |
| [25] |
LI Q, XIAO H, SHAO Y, et al. Paraquat increases Interleukin-1β in hippocampal dentate gyrus to impair hippocampal neurogenesis in adult mice[J]. Ecotoxicol Environ Saf, 2020, 200:110733. DOI: 10.1016/j.ecoenv.2020.110733 |
| [26] |
HOU L, HUANG R, SUN F, et al. NADPH oxidase regulates paraquat and maneb-induced dopaminergic neurodegeneration through ferroptosis[J]. Toxicology, 2019, 417:64-73. DOI: 10.1016/j.tox.2019.02.011 |
| [27] |
PARK J, MIN J S, KIM B, et al. Mitochondrial ROS govern the LPS-induced pro-inflammatory response in microglia cells by regulating MAPK and NF-κB pathways[J]. Neurosci Lett, 2015, 584:191-196. DOI: 10.1016/j.neulet.2014.10.016 |
| [28] |
PENG J, STEVENSON F F, OO M L, et al. Iron-enhanced paraquat-mediated dopaminergic cell death due to increased oxidative stress as a consequence of microglial activation[J]. Free Rad Biol Med, 2009, 46(2):312-320. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2008.10.045 |
| [29] |
SHI X, CAI X, DI W, et al. MFG-E8 selectively inhibited Aβ-induced microglial M1 polarization via NF-κB and PI3K-Akt pathways[J]. Mol Neurobiol, 2017, 54(10):7777-7788. DOI: 10.1007/s12035-016-0255-y |
| [30] |
CIANCIULLI A, CALVELLO R, PORRO C, et al. PI3k/Akt signalling pathway plays a crucial role in the anti-inflammatory effects of curcumin in LPS-activated microglia[J]. Int Immunopharmacol, 2016, 36:282-290. DOI: 10.1016/j.intimp.2016.05.007 |
| [31] |
HUANG B, HE D, CHEN G, et al. α-Cyperone inhibits LPS-induced inflammation in BV-2 cells through activation of Akt/Nrf2/HO-1 and suppression of the NF-κB pathway[J]. Food Funct, 2018, 9(5):2735-2743. DOI: 10.1039/C8FO00057C |
[基金项目] 国家自然科学基金项目（81673202，81773472）
[作者简介]
[收稿日期] 2020-09-24
引用格式
肖洪喜,
李倩,
邵一鸣, 等.
活性氧和蛋白激酶B磷酸化在百草枯介导的小胶质细胞活化中的作用[J].环境与职业医学,
2021, 38(1): 44-50.
doi:10.13213/j.cnki.jeom.2021.20451.
XIAO Hongxi , LI Qian , SHAO Yiming , CHANG Xiuli , ZHOU Zhijun . Roles of reactive oxygen species and protein kinase B phosphorylation in paraquat-mediated microglia activation.Journal of Environmental & Occupational Medicine, 2021, 38(1): 44-50. doi:10.13213/j.cnki.jeom.2021.20451.