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2021, 38(1):44-50.doi:10.13213/j.cnki.jeom.2021.20451

活性氧和蛋白激酶B磷酸化在百草枯介导的小胶质细胞活化中的作用


a. 复旦大学公共卫生学院, 上海 200032 ;
b. 复旦大学教育部公共卫生安全重点实验室, 上海 200032

收稿日期: 2020-09-24;  录用日期:2020-11-24;  发布日期: 2021-02-04

基金项目: 国家自然科学基金项目(81673202,81773472)

通信作者: 周志俊, Email: zjzhou@fudan.edu.cn  

作者简介: 肖洪喜(1994-), 男, 硕士生; E-mail:17211020016@fudan.edu.cn

伦理审批  不需要

利益冲突  无申报

[背景] 百草枯(PQ)可诱导中枢神经系统的小胶质细胞活化,但其机制尚不清楚。

[目的] 通过体外实验,探究PQ介导的小胶质细胞活化的分子机制,聚焦于活性氧(ROS)和蛋白激酶B(Akt)磷酸化在该过程中的作用。

[方法] 使用不同浓度的PQ(0、1、3.3、10、33、100 μmol·L-1)对小鼠小胶质细胞系BV-2细胞进行染毒12 h,采用细胞计数试剂盒(CCK-8)检测细胞活力。选择不引起细胞活性改变的最高染毒剂量(33 μmol·L-1)进行后续研究。用33 μmol·L-1 PQ染毒12 h,采用流式细胞技术检测小胶质细胞经典活化(M1活化)的标志一氧化氮合酶(iNOS)、选择性活化(M2活化)的标志CD206的水平以及ROS和磷酸化-Akt的水平;采用ELISA方法检测M1活化分泌的促炎细胞因子[白介素6(IL-6)、肿瘤坏死因子α(TNF-α)和白介素1β(IL-1β)]以及M2活化分泌的抑炎细胞因子[白介素4(IL-4),胰岛素样生长因子1(IGF-1)和转化生长因子β(TGF-β)]的水平。采用2 mmol·L-1乙酰半胱氨酸(NAC)在PQ染毒前处理细胞2 h以干预ROS,再更换含PQ的培养基染毒12 h后,用RT-PCR的方法检测iNOSCD206IL-1β的基因表达。使用Akt抑制剂(Akt inhibitor Ⅷ,5 μmol·L-1)和激活剂(SC79,20μmol·L-1)在PQ染毒前预处理细胞2h,再更换含PQ的培养基染毒12 h,检测干预后iNOS、CD206和IL-1β的水平。

[结果] 在33 μmol·L-1 PQ染毒12 h下,小胶质细胞iNOS水平升高(t=8.912,P < 0.001),促炎细胞因子IL-6、TNF-α、IL-1β均升高(t=2.710、3.342、5.078,P值均 < 0.05);但CD206和抑炎因子水平改变差异均无统计学意义(P>0.05);小胶质细胞胞内ROS水平升高(t=11.907,P < 0.001),而Akt磷酸化则被抑制(t=6.152,P < 0.001)。NAC预处理后,PQ染毒引起的iNOSIL-1βCD206基因表达水平的增加均被逆转(t=15.457、6.912、9.106,均P < 0.001)。Akt抑制剂的使用,使iNOS和IL-1β水平相较于PQ染毒组进一步升高(t=8.021、3.684,分别P < 0.001、P < 0.01),CD206的水平则降低(t=2.662,P < 0.05)。与之相反,Akt激活剂预处理抑制了PQ染毒引起的iNOS和IL-1β水平的升高(t=6.835、4.325,分别P < 0.001、P < 0.01),而CD206的水平升高(t=17.471,P < 0.001)。在ROS与Akt的关系上,使用NAC干预ROS时,PQ引起的Akt磷酸化抑制得到恢复(t=6.438,P < 0.001);而无论使用Akt抑制剂还是激活剂,均不改变ROS的水平(P>0.05)。

[结论] PQ可通过升高ROS,进而抑制Akt磷酸化引起小胶质细胞的促炎活化。干预ROS可同时抑制小胶质细胞的M1和M2活化;而Akt磷酸化的激活能调节PQ介导的小胶质细胞活化方向。

关键词: 百草枯;  小胶质细胞;  活性氧;  蛋白激酶B;  磷酸化 

百草枯(paraquat,PQ)是一种于1958年开发出来的季铵盐类除草剂,其化学结构与神经毒物1-甲基-4-苯基-1,2,3,6-四氢吡啶(1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine,MPTP)的活性代谢产物N-甲基-4-苯基吡啶阳离子盐(1-methyl-4-phenylpyridinium Ion,MPP+)相似,是一种公认的具有神经毒性的化合物。流行病学与动物实验均显示,PQ的长期低剂量暴露与帕金森病的发生和发展有关[1-2]

帕金森病是临床常见的一种神经退行性疾病,全球患者人数超过600万[3],但发病机制尚不明确。越来越多的研究表明,神经炎症在神经退行性疾病的发生和发展过程中发挥重要作用[4-5]。小胶质细胞是中枢神经系统的固有免疫细胞,在中枢神经系统出现损伤或化学物侵袭时迅速活化,产生神经炎症反应[6]。小胶质细胞活化方式分为两种:经典活化,也称M1活化;选择活化,也称M2活化[7]。M1活化表型特征为分泌多种促炎因子[如诱导型一氧化氮合酶(inducible Nitric Oxide Synthase,iNOS)、白介素6(interleukin 6,IL-6)、白介素1β(interleukin 1β,IL-1β)、肿瘤坏死因子α(tumor necrosis factor α,TNF-α)等];M2活化表型则分泌多种抑炎因子[如白介素4(interleukin 4,IL-4)、精氨酸1(arginine 1,Arg1)、胰岛素样生长因子1(insulin-like growth factor 1,IGF1)、转化生长因子β(transforming growth factor β,TGF-β)等]和神经营养因子[8]。持续的M1活化介导的神经炎症反应所分泌的促炎因子对神经元产生损伤作用;而M2活化产生的炎症调节因子和神经营养因子则可以抑制神经炎症,并发挥组织修复作用[9]。活性氧(reactive oxygen species,ROS)被认为与多种神经退行性疾病的发生有关,如阿尔兹海默病、帕金森病等[10]。在缺氧、营养缺乏、化学因素损伤等情况下,细胞ROS的生成和清除平衡被打破,造成ROS累积过多,进而对细胞产生损伤作用[11-12]。蛋白激酶B(protein kinase B,PKB)也被称为Akt,是一种丝氨酸-苏氨酸激酶,在细胞内广泛存在,参与多种生物过程,如细胞生存、生长、信号转导和凋亡等[13]

研究发现,PQ体内染毒能够引起小鼠大脑小胶质细胞活化,并产生以多种炎症因子浸润为特征的神经炎症反应[14]。而已有研究多以脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)作为刺激小胶质细胞活化的化学物来探究小胶质细胞的活化机制[15-16],且多个研究发现,ROS和Akt均参与了小胶质细胞的活化过程[17-18]。但目前对于PQ引起的小胶质细胞活化机制研究较少,ROS和Akt在PQ引起的小胶质细胞活化中的作用和关系尚需要进一步阐述。因此,本研究拟通过体外染毒和干预实验,检测PQ介导的小胶质细胞活化状态及细胞因子的改变,探究ROS和Akt磷酸化在PQ介导的小胶质细胞活化过程中的作用。

1   材料与方法

1.1   主要试剂与仪器

主要试剂:PQ、L-谷氨酰胺、青霉素-链霉素(Sigma公司,美国),胎牛血清(fatal bovine serum,FBS;Gibco公司,美国),RPMI 1640培养基(Cytiva公司,美国),细胞因子(IL-6、TNF-α、IL-1β、IL-4、TGF-β、IGF-1)ELISA试剂盒(达科为生物技术有限公司,中国),2',7'-二氯荧光黄双乙酸盐(2,7-dichlorodihydrofluorescein diacetate,DCFH-DA)ROS荧光探针、细胞计数试剂盒8(cell counting kit-8,CCK-8)(碧云天生物科技有限公司,中国),PCR引物(生工生物有限公司,中国),流式穿膜试剂(BD公司,美国)。流式细胞抗体包括:异硫氰酸荧光素(fluorescein Isothiocyanate,FITC)-抗-iNOS抗体,别藻蓝蛋白(allophycocyanin,APC)-抗-甘露糖受体(mannose receptor,又称CD206)抗体,兔抗鼠-p-Akt抗体及FITC标记的二抗,均购自美国Thermo Fisher公司。常见的ROS干预试剂N-乙酰半胱氨酸(N-acetylcysteine,NAC)、Akt干预试剂Akt抑制剂(Akt inhibitor Ⅷ)和Akt激活剂(SC79)均购自碧云天生物科技有限公司。主要仪器:荧光酶标仪(Biotech公司,美国),BD LSR Fortessa流式细胞仪(BD公司,美国)。

1.2   细胞培养与处理

小鼠小胶质细胞系BV-2细胞购自中国盖宁生物公司。细胞采用RPMI 1640培养基(含10%FBS,2 mmol·L-1 L-谷氨酰胺和100 U·L-1的青霉素-链霉素),在5% CO2、37℃恒温细胞培养箱中培养。PQ用无菌磷酸盐缓冲液(phosphate buffered solution,PBS)溶解,制备20 mg·mL-1的储备液,于-80℃保存,在细胞处理时用培养基进行稀释。为进行细胞活力的检测,设置0、1、3.3、10、33、100 μmol·L-1浓度梯度,在96孔板中进行PQ染毒12 h。选择不引起细胞活力改变的最高浓度进行后续实验。后续实验均在48孔板中进行细胞处理。以培养基组作为阴性对照,设置PQ染毒组,2 mmol·L-1 NAC干预组和5μmol·L-1 Akt抑制剂干预组及20μmol·L-1 Akt激活剂干预组,干预组均采用干预试剂处理细胞2 h后,更换含33 μmol·L-1 PQ培养基染毒12 h的方式进行处理。NAC处理后,检测小胶质细胞ROS、p-Akt相对水平的改变及不同表型的标志(M1活化表型为iNOS,M2活化表型为CD206)和IL-1β的基因表达水平;Akt抑制剂/激活剂处理后,检测细胞ROS、p-Akt、iNOS、CD206和IL-1β相对水平的改变。

1.3   CCK-8法检测细胞活性

将BV-2细胞悬液接种于96孔板中,每孔100 μL,接种密度约为5×104-1,培养12 h使细胞良好贴壁后,按照上述方法进行细胞处理。在细胞染毒后,每孔加入10 μL CCK-8试剂,孵育1 h。培养结束后,采用酶标仪在450 nm波长下进行检测,采用实验组与对照组光密度的比值计算细胞相对活性。

1.4   ELISA法检测细胞因子水平

将细胞悬液接种于48孔板中,每孔500 μL,接种细胞密度约为2.5×105-1,培养12 h使细胞稳定贴壁后,按照上述方法进行处理,收集上清,在500×g转速下离心5 min以去除上清中可能存在的细胞,按照不同试剂盒的说明进行ELISA,检测细胞分泌的细胞因子(IL-6、TNF-α、IL-1β、IL-4、TGF-β、IGF-1)。

1.5   DCFH-DA法检测胞内ROS

细胞处理结束后,用胰蛋白酶消化细胞,消化结束后用小牛血清(fetal calf serum,FCS)缓冲液(体积分数为FCS: PBS=1: 19)重悬,并转移到流式细胞板中(200 μL·孔-1),向各孔加入荧光探针DCFH-DA至终浓度为10 μmol·L-1,于37℃培养箱中孵育20 min,采用LSR Fortessa流式细胞仪检测荧光强度,采用FlowJo V10.0.7进行数据分析。

1.6   流式细胞技术

48孔板培养并进行相应处理后,用胰蛋白酶消化,FCS缓冲液重悬,并转移到流式细胞板中(200μL·孔-1)。使用Fc封闭抗体在冰上封闭30 min,再进行膜蛋白CD206染色,加入相应抗体,在避光条件下反应30 min。对于胞内蛋白,采用穿膜试剂处理20~30 min后,加入相应抗体。处理好的样品采用LSR Fortessa流式细胞仪检测,并使用FlowJo V10.0.7进行数据分析。所使用的抗体包括FITC-抗-iNOS抗体(1: 400),APC-抗-CD206抗体(1: 400),兔抗鼠-p-AKT抗体(1: 400)及FITC标记的二抗(1: 400)。

1.7   逆转录PCR(reverse transcription-PCR,RT-PCR)检测iNOSCD206IL-1β的mRNA表达

NAC处理后的细胞经胰蛋白酶消化后,用1 mL Trizol试剂进行细胞裂解和RNA的提取,根据反转录试剂盒说明进行cDNA的合成。合成好的cDNA按照以下流程进行PCR反应程序:95 ℃ 30 s,95 ℃ 5 s,60℃ 34 s,共设置40个循环;在循环完成后,95℃ 15 s,60 ℃ 1 min,95 ℃ 15 s获得溶解曲线。以磷酸甘油醛脱氢酶(reduced glyceraldehyde-phosphate dehydrogenase,GAPDH)为内参,采用比较Ct值法进行计算。RT-PCR所使用的引物序列如表 1所示。

表1

RT-PCR引物序列

Table1.

RT-PCR primer sequences

1.8   统计学分析

采用SPSS 25.0软件进行统计学分析,数据以均数±标准差表示。多组间比较采用单因素方差分析,LSD法进行事后两两比较。检验水准为α=0.05(双侧检验)。

2   结果

2.1   PQ对细胞活性的影响

以培养基组作为阴性对照组,设置1、3.3、10、33、100 μmol·L-1浓度梯度进行PQ染毒12 h后,CCK-8结果显示,在100 μmol·L-1浓度处理12 h时,细胞活力下降。见图 1。参考相关研究的浓度设置[19],选择不引起小胶质细胞活性改变的最高浓度(33 μmol·L-1)进行后续实验。

图 1

PQ对小胶质细胞相对活性的影响(n=5)

Figure1.

Effects of PQ on cell viability of microglia (n=5)

[注] *:与阴性对照(0μmol·L-1)组比,P < 0.05。 [Note] * : Compared with the negative control (0μmol·L-1) group, P < 0.05.

2.2   PQ对小胶质细胞活化及细胞因子分泌的影响

与对照组相比,iNOS水平升高(t=8.912,P < 0.001),而CD206未见改变(P > 0.05)(图 2A)。与表型改变结果一致,M1活化表型分泌的促炎细胞因子IL-6、TNF-α、IL-1β均升高(t值分别为2.710、3.342、5.078,均P < 0.05),而M2表型分泌的细胞因子IL-4、TGF-β、IGF-1则未见改变(图 2B)。

图 2

PQ对小胶质细胞活化表型(A,n=6)和细胞因子分泌(B,n ≥ 3)的影响

Figure2.

Effects of PQ on microglia phenotypes (A, n=6) and cytokine secretion (B, n ≥ 3)

[注] *:与对照组相比,P < 0.05;***:与对照组相比,P < 0.001。 [Note] *: Compared with the control group, P < 0.05; ***: Compared with the control group, P < 0.001.

2.3   ROS在PQ介导的小胶质细胞活化中的作用

相比于对照组,PQ染毒组胞内ROS升高(t=11.907,P < 0.001),而Akt磷酸化则受到抑制(t=6.152,P < 0.001)。在使用NAC干预胞内ROS后,相比于PQ染毒组,p-Akt得到恢复(t=6.438,P < 0.001)(图 3A)。在基因表达上,相比于对照组,PQ染毒组的iNOSCD206IL-1β基因表达均增加(t=9.648、3.098、10.802,分别P < 0.001,P < 0.05,P < 0.001)。在使用NAC预处理后,三者的基因表达水平均受到抑制(与PQ染毒组相比,t=15.457、9.106、6.912,均P < 0.001)(图 3B)。

图 3

ROS干预对PQ引起的Akt磷酸化(A,n=6)和细胞表型相关基因表达(B,n=5)改变的影响

Figure3.

Effects of ROS intervention on changes of Akt phosphorylation (A, n=6) and microglia activation associated-gene expression (B, n=5) induced by PQ

[注] *:与对照组相比,P < 0.05;***:与对照组相比,P < 0.001;###:与PQ组相比,P < 0.001。 [Note] *: Compared with the control group, P < 0.05; ***: Compared with the control group, P < 0.001; ###: Compared with the PQ group, P < 0.001.

2.4   Akt磷酸化在PQ介导的小胶质细胞活化中的作用

与PQ染毒组相比,p-Akt的改变与抑制剂和激活剂的干预预期一致;对于ROS,无论是Akt抑制剂干预组还是激活剂干预组,ROS均未见改变(t=0.597、0.722,均P > 0.05)(图 4A)。对于细胞活化表型和细胞因子分泌,与PQ染毒组相比,iNOS水平和IL-1β的分泌在使用Akt抑制剂干预后进一步升高(t=8.021、3.684,分别P < 0.001,P < 0.01),而CD206水平降低(t=2.662,P < 0.05)。使用Akt激活剂干预后,iNOS降低(t=6.438,P < 0.001),IL-1β减少(t=4.325,P < 0.01),PQ介导的M1活化被抑制;同时,CD206升高(t=17.471,P < 0.001),M2表型被激活(图 4B)。

图 4

Akt干预对PQ引起的p-Akt和ROS(A)及细胞活化表型和因子分泌(iNOS、CD206和IL-1β)(B)改变的影响(n=6)

Figure4.

Effects of Akt intervention on changes of p-Akt and ROS (A), and microglia phenotypes and cytokines (iNOS, CD206 and IL-1β) (B) induced by PQ (n=6)

[注] *:与对照组相比,P < 0.05;**:与对照组相比,P < 0.01;#:与PQ组相比,P < 0.05;##:与PQ组相比,P < 0.01;###:与PQ组相比,P < 0.001。 [Note] *: Compared with the control group, P < 0.05; **: Compared with the control group, P < 0.01; #: Compared with the PQ group, P < 0.05; ##: Compared with the PQ group, P < 0.01; ###: Compared with the PQ group, P < 0.001.

3   讨论

PQ是一种具有神经毒性的除草剂,可引起小胶质细胞的促炎活化[20],但其机制尚不明确。本研究观察到PQ介导了小胶质细胞的M1活化和多种促炎因子的分泌;同时,胞内ROS升高,但Akt的磷酸化受到抑制。在使用ROS抑制剂处理后,小胶质细胞的两种活化表型均被抑制,使小胶质细胞倾向于恢复静息状态。Akt的干预实验揭示了Akt磷酸化能够调节PQ介导的小胶质细胞活化方向。

小胶质细胞的促炎活化能分泌大量的细胞因子,产生中枢神经系统的免疫应答,对神经元产生损伤作用[21]。许多研究发现,PQ在较低浓度下即可激活小胶质细胞,使其向M1活化表型转变[22-23]。本研究观察到PQ能够引起BV-2细胞M1活化标志iNOS的升高及促炎细胞因子分泌的增加,表明PQ能够介导小胶质细胞向M1活化表型转变,与上述研究结果一致。IL-6、TNF-α和IL-1β是典型的小胶质细胞M1活化表型大量分泌的细胞因子,在神经炎症相关疾病中发挥作用[24]。本研究观察到促炎细胞因子的明显升高。IL-1β的大量释放是神经免疫的共同特征。本课题组的动物实验研究发现,对小鼠腹腔注射PQ,可引起小鼠脑中小胶质细胞的M1活化和IL-1β水平升高,影响神经干细胞增殖,并进而影响小鼠记忆功能[25]。因此,在后续的实验中,IL-1β可作为典型促炎因子代表性反映细胞因子的改变。

PQ进入细胞后能引起烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸(nicotinamide adenine dinucleotide phosphate,NADPH)氧化酶的活化,并诱导ROS的产生[26],ROS的过量生成在小胶质细胞促炎反应中发挥重要作用。研究发现,线粒体ROS能够调节多种胞内信号通路,如丝裂原激活的蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase,MAPK)通路和核因子κB(nuclear factor kappa-B,NF-κB)信号通路等,进而促进小胶质细胞的炎性活化[27-28]。本研究观察到PQ可引起小胶质细胞胞内ROS的增加,并最终引起小胶质细胞的M1活化。在使用NAC干预ROS后,PQ引起的小胶质细胞的M1表型被抑制,有趣的是,小胶质细胞M2活化标志CD206的基因表达也受到抑制,说明抑制ROS可同时抑制小胶质细胞的M1和M2活化,提示ROS的升高可能是PQ介导的小胶质细胞活化的初始事件。

研究发现,Akt在不同化学物引起的小胶质细胞活化中的作用不同。β淀粉样蛋白可抑制Akt磷酸化,进而引起小胶质细胞的促炎活化[29];而LPS则能增强Akt的磷酸化,促进小胶质细胞的促炎活化[30]。本研究发现,PQ能够抑制Akt的磷酸化,引起小胶质细胞M1活化标志的升高,且使用Akt抑制剂干预后,M1活化进一步增强;而使用Akt激活剂干预后,小胶质细胞M1活化表型被抑制,同时,M2活化表型升高。这些结果提示,Akt磷酸化能够有效改善PQ引起的促炎活化,并使活化表型向抑炎和修复表型转变。因此,Akt磷酸化在小胶质细胞活化过程中可能发挥着调节作用,是一个潜在的治疗靶点。目前关于Akt在PQ产生的小胶质细胞活化中的作用未见报道,本研究初步发现并报道了Akt磷酸化在PQ与常用模型LPS之间存在差异。

由于ROS与Akt磷酸化在PQ介导的小胶质细胞活化中的关系相关研究缺乏,因此二者的关系在本研究中也被探讨。在LPS的相关研究中,LPS刺激引起的ROS升高能够激活磷酸肌醇-3激酶(phosphatidylinositol-3 kinase,PI3K)-Akt通路,进而促进小胶质细胞的M1活化[17]。而在本研究中,PQ引起的ROS升高抑制了Akt磷酸化,且这种抑制能够被NAC逆转。此外,Akt亦能够通过激活抗氧化应激的重要因子,如核因子E2相关因子2(nuclear factor erythroid-2 related factor 2,Nrf2),增强细胞抗氧化能力[31]。但在本研究中,Akt的干预不影响PQ诱导的ROS的生成。其原因可能是,PQ在染毒期间持续存在,因此能够持续刺激ROS的生成,产生无法逆转的ROS升高。

综上,PQ能够引起小胶质细胞的促炎活化和细胞因子升高,ROS和Akt磷酸化在这个过程中发挥重要作用。ROS的升高抑制了Akt的磷酸化,削弱了Akt对小胶质细胞表型的调节作用。本研究仅从体外实验探究了ROS和Akt磷酸化的作用,而PQ在机体内引起神经炎症反应的机制很复杂,需要进一步研究。

表1

RT-PCR引物序列

Table 1

RT-PCR primer sequences

图 1

PQ对小胶质细胞相对活性的影响(n=5)

Figure 1

Effects of PQ on cell viability of microglia (n=5)

[注] *:与阴性对照(0μmol·L-1)组比,P < 0.05。 [Note] * : Compared with the negative control (0μmol·L-1) group, P < 0.05.
图 2

PQ对小胶质细胞活化表型(A,n=6)和细胞因子分泌(B,n ≥ 3)的影响

Figure 2

Effects of PQ on microglia phenotypes (A, n=6) and cytokine secretion (B, n ≥ 3)

[注] *:与对照组相比,P < 0.05;***:与对照组相比,P < 0.001。 [Note] *: Compared with the control group, P < 0.05; ***: Compared with the control group, P < 0.001.
图 3

ROS干预对PQ引起的Akt磷酸化(A,n=6)和细胞表型相关基因表达(B,n=5)改变的影响

Figure 3

Effects of ROS intervention on changes of Akt phosphorylation (A, n=6) and microglia activation associated-gene expression (B, n=5) induced by PQ

[注] *:与对照组相比,P < 0.05;***:与对照组相比,P < 0.001;###:与PQ组相比,P < 0.001。 [Note] *: Compared with the control group, P < 0.05; ***: Compared with the control group, P < 0.001; ###: Compared with the PQ group, P < 0.001.
图 4

Akt干预对PQ引起的p-Akt和ROS(A)及细胞活化表型和因子分泌(iNOS、CD206和IL-1β)(B)改变的影响(n=6)

Figure 4

Effects of Akt intervention on changes of p-Akt and ROS (A), and microglia phenotypes and cytokines (iNOS, CD206 and IL-1β) (B) induced by PQ (n=6)

[注] *:与对照组相比,P < 0.05;**:与对照组相比,P < 0.01;#:与PQ组相比,P < 0.05;##:与PQ组相比,P < 0.01;###:与PQ组相比,P < 0.001。 [Note] *: Compared with the control group, P < 0.05; **: Compared with the control group, P < 0.01; #: Compared with the PQ group, P < 0.05; ##: Compared with the PQ group, P < 0.01; ###: Compared with the PQ group, P < 0.001.

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DOI: 10.1039/C8FO00057C
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[基金项目] 国家自然科学基金项目(81673202,81773472)

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[收稿日期] 2020-09-24

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活性氧和蛋白激酶B磷酸化在百草枯介导的小胶质细胞活化中的作用

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