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2018, 35(10):898-904.doi:10.13213/j.cnki.jeom.2018.18271

高温联合PM2.5暴露致COPD大鼠肺损伤的机制研究


兰州大学公共卫生学院, 甘肃 兰州 730000

收稿日期: 2018-04-09;  发布日期: 2018-11-06

基金项目: 国家自然科学基金项目(编号:41405108)

通信作者: 罗斌, Email: luob@lzu.edu.cn  

作者简介: 郭蕾(1992-), 女, 硕士生; 研究方向:环境与健康; E-mail:

[目的] 研究高温及大气PM2.5暴露致慢性阻塞性肺疾病(chronic obstructive pulmonary disease,COPD)大鼠肺组织损伤的作用机制。

[方法] 84只7周龄健康SPF级雄性Wistar大鼠随机分成对照组和COPD模型组,利用卷烟烟雾和气管内滴注脂多糖的方法建立COPD大鼠模型。对照组和COPD模型组行PM2.5气管滴注(0、3.2、12.8 mg/mL),然后暴露于高温(40℃)8 h,每天1次,持续3 d,同时选择20℃作为常温对照温度。末次染毒24 h后,检测两组大鼠的最大吸气流量(peak inspiratoryflow,PIF)和最大呼气流量(peak expiratory flow,PEF)等肺功能指标;HE染色制作肺组织病理切片;利用试剂盒测定COPD大鼠肺组织超氧化物歧化酶(superoxide dismutase,SOD)、诱导性一氧化氮合酶(inducible nitric oxide synthase,iNOS)、丙二醛(malonyldialdehyde,MDA)的含量;采用链霉素抗生物素蛋白-过氧化物酶连接法测定8-羟基脱氧鸟苷(8-hydroxydeoxyguanosine,8-OHdG)表达水平;采用蛋白质免疫印迹法分析血红素氧合酶(heme oxygenase,HO-1)的表达水平。采用析因分析法分析温度、PM2.5和COPD模型对肺功能的影响,以及温度、PM2.5对氧化应激指标的影响。

[结果] 高温状态下,对照组和COPD组大鼠经不同剂量PM2.5染毒,PIF和PEF均低于常温状态相应染毒剂量组(均P < 0.05);对于PIF,高温、PM2.5及COPD三者存在交互作用(F=7.585,P < 0.05)。病理切片显示,COPD组大鼠肺损伤明显,尤其在高温和PM2.5暴露下变化较对照组更为明显。高温状态COPD组大鼠肺组织中iNOS含量在各PM2.5染毒剂量下均高于相应的常温状态COPD组(均P < 0.05);高温和PM2.5对MDA(F=1.779,P=0.183)、iNOS(F=0.128,P=0.880)及SOD(F=1.792,P=0.175)的影响不存在交互作用。此外,高温状态COPD组大鼠肺组织8-OHdG蛋白表达在0 mg/mL和3.2 mg/mL PM2.5染毒剂量组时高于相应剂量下的常温状态组(P < 0.05);而相同PM2.5剂量下,高温状态COPD组大鼠HO-1蛋白表达在0、12.8 mg/mL PM2.5染毒剂量下低于常温状态组(P < 0.05)。

[结论] 高温状态下,COPD大鼠肺功能更易受PM2.5的影响,氧化/抗氧化系统失衡可能是高温和PM2.5联合暴露致COPD大鼠肺组织损伤的主要机制。

关键词: 高温;  PM2.5 慢性阻塞性肺疾病;  氧化应激 

慢性阻塞性肺疾病(chronic obstructive pulmonary disease,COPD)是以不完全气流受限、呈进行性发展为特征的一种慢性呼吸系统疾病。全球COPD保持较高的发病率和死亡率。据世界卫生组织报道,2015年全球COPD死亡317万人,2016年全球COPD患病人数约为2亿5千万,预计到2030年将成全球首要死因[1]。除吸烟外,大气颗粒物尤其是PM2.5也被认为是COPD的危险因素,而且COPD患者更易受PM2.5的影响[2]。PM2.5暴露后可促进肺部多种炎症因子的释放,产生大量氧自由基,破坏机体氧化/抗氧化平衡,造成呼吸系统及其他系统损伤[3]。同时一些流行病学研究表明高温是加重COPD的又一重要因素。研究者采用广义相加模型分析了北京2009—2011年平均气温、相对湿度对呼吸系统疾病急诊就诊人数的影响,发现高温环境下,当相对湿度较大时气温的健康效应较强,即气温每升高1℃,呼吸系统疾病急诊就诊人数增加1.37%(95%CI:1.13%~1.61%)[4]。MONTEIRO等[5]为探究葡萄牙波尔图热浪期间人群全死因死亡率和呼吸系统发病率的变化,采用泊松广义相加回归模型和Pearson相关分析,发现热浪可以引起呼吸系统疾病包括COPD发病率的增加。ROCKLÖV等[6]在斯德哥尔摩的一项研究表明,夏季气温的逐渐升高与COPD患者的死亡率相关。LIU等[7]分析北京市区气温与心血管系统和呼吸系统死亡率的相关性,结果发现21.3℃为临界值,在温暖期,两天平均温度每升高5℃,呼吸系统疾病死亡率的相对危险度为1.134 (95%CI:1.050~1.224)。高温常使人感觉呼吸困难而迫使人用力呼吸,加大呼吸深度以保证吸入足够的氧气供机体维持稳定,同时吸入过多的颗粒物而间接提高人体的暴露水平。流行病学研究表明,高温与颗粒物对呼吸系统的影响存在协同加强效应[8]。本课题组前期体外研究发现,氧化/抗氧化系统失衡是高温及PM2.5增加大鼠肺泡巨噬细胞毒性的主要机制之一[9]。尽管如此,两因素对COPD影响的交互作用机制尚未阐明。因此,本研究建立COPD大鼠模型,给予高温暴露和PM2.5染毒,探讨高温及大气PM2.5致COPD大鼠肺组织损伤中的作用机制。

1   材料与方法

1.1   仪器和试剂

1.1.1   仪器

PM2.5采样仪(Airmetrics,美国),玻璃纤维滤膜(武汉天虹仪表有限公司,中国),KQ-600DB超声波仪(昆山舒美公司,中国),ALPHA2-4 LD真空冷冻干燥仪(Christ,德国),大鼠熏烟箱(自制),TEMI1800人工气象环境模拟箱(无锡海力斯公司,中国),GYD-003无创肺功能仪(EMKA,法国),高分辨率倒置显微镜(Olympus,日本),L-535R低温台式离心机(湖南湘仪公司,中国),移液器(Eppendorf,德国),IS-RSD3恒温震荡仪(精骐公司,美国),酶标仪(Biotek,美国),电泳槽及电泳仪、曝光仪(BIO-RAD,美国),恒温水浴箱(SHA-C,中国),722型分光光度计(上海分析仪器总厂,中国),脱色摇床(SCILOGEX,美国)。

1.1.2   试剂

卷烟(兰州牌,中国,焦油8 mg/支,烟雾的烟碱量0.7 mg/支,烟雾的一氧化碳含量12 mg/支),脂多糖(Sigma,美国),RIPA强效裂解液及蛋白酶抑制剂(PMSF)(索莱宝公司,中国),BCA蛋白检测试剂盒(赛默飞,美国),Immobilion-p PVDF膜(Millipore,美国),超氧化物歧化酶(superoxide dismutase,SOD)、诱导性一氧化氮合酶(inducible nitric oxide synthase,iNOS)和丙二醛(malonyldialdehyde,MDA)试剂盒(南京建成生物工程研究所,中国),山羊多克隆抗体8-羟基脱氧鸟苷(8-hydroxydeoxyguanosine,8-OHdG)和小鼠单克隆抗体血红素氧合酶(heme oxygenase,HO-1)(Abcam,英国),抗小鼠二抗及抗山羊二抗(中杉金桥公司,中国),β-actin抗体(SAB,美国),ECL发光液(碧云天公司,中国)。

1.2   PM2.5样品采集及处理

利用PM2.5采样仪采集兰州地区2016年1月1日—2016年12月31日大气PM2.5,每天连续采样23 h (休息1 h),采样仪距地面10 m,以10 L/min流量连续采集PM2.5于玻璃纤维滤膜上,将滤膜剪成1 cm×1 cm大小,置于去离子水中以100W的功率超声震荡20min,重复3次洗脱颗粒物。12层纱布过滤,样品置于培养皿中,真空冷冻干燥,得到采样期间PM2.5混合样品,于-20℃避光保存。

1.3   实验动物分组

84只7周龄健康SPF级雄性Wistar大鼠购买于中国农业科学院兽医研究所,合格证号:SCXK(Gan) 2015-001,体重200~240 g。将大鼠随机分成对照组和COPD模型组,造模成功后,以常温、高温(40℃)以及不同PM2.5浓度组合处理,每组7只,培养条件为室温(20± 1) ℃、相对湿度40%~60%,所有大鼠适应性饲养7 d,期间给予充足的水和饲料。

1.4   COPD大鼠模型的建立

采用卷烟烟雾和气管滴注脂多糖联合暴露建立大鼠COPD模型。参考宋一平等[10]的造模方法,并做适当调整,如延长熏烟时间,增加滴注脂多糖次数。将大鼠置于熏烟箱中,并暴露于卷烟烟雾环境(1支/只)连续6 d,第7天行脂多糖(1 mg/mL,0.2 mL)气管滴注,整个过程持续9周。期间密切关注大鼠活动及行为变化并记录体重,结合病理切片和肺功能指标进行模型鉴定。

1.5   PM2.5染毒

THOMSON等[11]的研究表明,大鼠的通气潮气量约为2.1 mL,呼吸频率约为102次/min,以此模拟PM2.5污染严重时当日大鼠PM2.5吸入量约为0.15 mg/d,故本次研究用生理盐水将PM2.5配置成0、3.2、12.8 mg/mL的悬液,对对照组和COPD组大鼠进行气管滴注(0.25 mL/只),并立即将大鼠置于环境气象模拟箱中进行8 h/d高温(40℃)暴露,期间不间断通入氧气,并选择20℃作为常温对照,0 mg/mL PM2.5组气管滴注生理盐水,每天1次,持续3 d。

1.6   生物标本采集

末次染毒24 h后,以7%水合氯醛(5 mL/kg,以体重计)腹腔注射麻醉大鼠,无反射反应后进行解剖,腹主动脉放血处死大鼠,取新鲜右肺上叶,迅速转移至4%多聚甲醛固定。摘取新鲜右肺中叶,置于平皿中以预冷生理盐水漂洗,擦干表面水分,准确称量后按照肺组织质量(g)/匀浆介质体积(mL)=1:9的比例加入预冷0.9%生理盐水制成10%匀浆,3 000 r/min离心15 min收集上清,转移至-80℃保存。剩余肺组织经液氮冷冻后转移至-80℃冰箱保存。

1.7   检测指标及方法

1.7.1   肺组织病理切片

切片机将各组组织蜡块切成4 µm厚度切片,二甲苯、乙醇依次脱蜡、梯度脱水,苏木素浸染,盐酸酒精分化,伊红溶液染色,再次乙醇梯度脱水,二甲苯透明处理,中性树胶封片,编号并妥善保存。在病理图像采集分析处理系统下观察小鼠肺组织病理学改变。

1.7.2   肺功能

PM2.5及高温暴露后,对大鼠立即进行肺功能测定。启动GYD-003无创肺功能仪,连续测定最大呼气流量(peak expiratory flow,PEF)、最大吸气流量(peak inspiratory flow,PIF),每个指标测量3次,求平均值,记录结果。

1.7.3   氧化应激指标

COPD组大鼠肺组织SOD水平检测采用黄嘌呤氧化酶(WST-1)法,iNOS测定采用比色法,MDA测定采用硫代巴比妥酸(TBA)法,所有操作严格按照说明书进行。

1.7.4   8-OHdG蛋白表达

COPD大鼠8-OHdG蛋白测定采用链霉素抗生物素蛋白-过氧化物酶(Streptomycin anti-biotin-peroxidase,SP)连接法。石蜡切片常规脱蜡,流水冲洗。每张切片加1滴5%过氧化氢甲醛溶液,室温下孵育20 min,蒸馏水洗3次后,再用磷酸缓冲盐溶液(phosphate buffer saline,PBS)漂洗。弃掉血清,不洗,滴加山羊多克隆抗体8-OHdG(1: 200),4℃冰箱过夜。室温放置10 min后,PBS漂洗3次。滴加1滴生物素标记的对应IgG抗体,孵育20 min。PBS漂洗3次。滴加SP,室温下放置10 min,每张切片加1滴增敏二氨基联苯胺液室温显色,镜下观察。漂洗后,苏木素复染,脱水,透明。中性树胶封固,晾干后观察。细胞质染成棕黄色为阳性细胞,以观察8-OHdG表达情况。采用Image pro plus 6.0图像软件计算光密度(D)值,取平均值。

1.7.5   肺组织HO-1蛋白表达水平

提取肺组织总蛋白,BCA法测定蛋白含量,十二烷基硫酸钠聚丙烯酰胺凝胶(sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel,SDSPAGE)垂直电泳,转膜,封闭,一抗、二抗孵育,成像,图片扫描后应用Image-J(V1.8.0)图像分析软件对蛋白免疫印迹灰度值进行定量分析。采用目的蛋白灰度值/内参蛋白灰度值表示其蛋白质相对表达水平。

1.8   统计学分析

计量资料采用x±s表示,应用SPSS 22.0软件包进行统计分析。温度、PM2.5、COPD模型3个因素对肺功能指标的影响及温度、PM2.5 2个因素对氧化应激等指标的影响采用析因分析。多个样本均数比较采用单因素方差分析,进一步进行两两比较时,若方差齐,采用LSD检验,若方差不齐,则采用Games-Howell检验。两组间比较采用独立样本t检验。检验水准α=0.05。

2   结果

2.1   肺功能变化

表 1显示,在高温和常温状态下,0 mg/mL PM2.5染毒剂量下的COPD组大鼠PIF均低于相应PM2.5剂量的对照组大鼠(P < 0.05);常温时,对照组大鼠和COPD组大鼠在3.2、12.8 mg/mL PM2.5染毒时PIF及PEF均低于0mg/mL PM2.5组(P < 0.05)。高温状态下,对照组大鼠和COPD组大鼠PIF及PEF在各PM2.5染毒剂量下均低于常温相应染毒剂量组(均P < 0.05)。对于PIF,高温、PM2.5及COPD三者存在交互作用(F=7.585,P < 0.05)。

表1

高温和PM2.5暴露对COPD组和对照组大鼠肺功能PIF、PEF影响(n=7,x±s,mL/s)

Table1.Effects of high temperature and PM2.5 exposure on PIF and PEF in COPD and control rats

2.2   病理变化

图 1所示,光镜下可见,无PM2.5染毒(0 mg/mL)的常温对照组肺组织结构基本正常。常温下,对照组大鼠在3.2 mg/mL和12.8 mg/mL PM2.5染毒后出现肺泡壁增厚和炎性细胞浸润。常温COPD组大鼠肺组织出现炎症细胞浸润,并在PM2.5染毒后明显增加,而且出现肺间质增厚。高温状态下PM2.5染毒后,对照组大鼠和COPD组大鼠均出现较重的肺泡壁增厚和炎症细胞浸润,而且出现肺泡结构紊乱及肺大泡形成。

图 1

大鼠肺组织病理切片(HE染色,200×)

2.3   COPD大鼠的氧化应激指标

表 2显示,常温3.2 mg/mL PM2.5剂量组肺组织MDA水平高于0 mg/mL PM2.5剂量组(P < 0.05),其他组间差异无统计学意义(P > 0.05)。高温状态大鼠肺组织中iNOS含量在各PM2.5染毒剂量下均高于常温状态下相应染毒剂量组(P < 0.05)。与常温0 mg/mL PM2.5剂量组相比,常温12.8 mg/mL PM2.5剂量组肺组织SOD水平降低(P < 0.05)。高温状态下大鼠3.2 mg/mL PM2.5染毒时,肺组织中SOD水平低于常温状态相同PM2.5剂量组(P < 0.05)。高温和PM2.5对MDA(F=1.779,P=0.183)、iNOS(F=0.128,P=0.880)及SOD(F=1.792,P=0.175)的影响不存在交互作用。

表2

高温和PM2.5暴露对COPD大鼠MDA、iNOS、SOD含量的影响(n=7,x±s)

Table2.Effects of high temperature and PM2.5 on MDA, iNOS, SOD levels in COPD rats

2.4   COPD大鼠8-OHdG蛋白表达

COPD大鼠肺组织的8-OHdG免疫组化结果见图 2。随着PM2.5染毒剂量的增加,8-OHdG的阳性表达均呈增加的趋势。此外,8-OHdG半定量结果显示:常温下,12.8 mg/mL PM2.5剂量组大鼠肺组织中8-OHdG蛋白表达水平高于0mg/mL PM2.5剂量组(P < 0.05);在高温状态下0、3.2mg/mL PM2.5剂量COPD大鼠8-OHdG蛋白表达水平均高于常温状态(P < 0.05)。

图 2

COPD大鼠肺组织的8-OHdG表达

2.5   COPD大鼠HO-1蛋白表达

为探讨高温和高剂量PM2.5(12.8 mg/mL)染毒的影响,检测了HO-1蛋白表达,见图 3。结果表明,相同PM2.5剂量下,高温状态组COPD大鼠HO-1蛋白表达水平低于常温状态组(P < 0.05)。高温条件下高剂量PM2.5对HO-1蛋白表达的影响差异无统计学意义。

图 3

高温和PM2.5对COPD大鼠HO-1蛋白表达的影响

3   讨论

流行病学研究发现,高温和PM2.5暴露对呼吸系统疾病的发生具有交互作用[12]。张越等[13]发现日均气温与呼吸系统疾病日均入院人次间呈现“J”形关系,低温和高温均造成呼吸系统疾病入院风险增加,高温的影响更加明显。罗马和斯德哥尔摩的研究结果表明,热浪可导致呼吸系统疾病的死亡率上升[14]。此外,WU等[15]发现高温及高浓度PM2.5均可抑制人群的肺功能,造成PEF和第1秒用力呼气容积(forced expiratory volume in one second,FEV1)下降。本研究通过建立COPD大鼠模型,探讨高温刺激和PM2.5染毒对COPD大鼠肺的影响及机制,结果发现高温及高浓度PM2.5对COPD大鼠PIF的抑制作用较对照组大鼠更明显,而且其肺组织损伤也强于对照组大鼠。由此可见,COPD大鼠呼吸系统更易受到高温及PM2.5联合暴露的影响。

为进一步探讨高温及PM2.5联合暴露影响COPD大鼠呼吸系统的机制,本课题组选择测定COPD大鼠肺组织中相应指标。研究发现PM2.5暴露可激活氧化应激,诱导肺结构细胞凋亡,从而促进COPD的发展和恶化[16]。细胞实验表明,PM2.5能诱导细胞产生大量活性氧,诱发细胞氧化应激反应[17]。本课题组前期研究发现高温可增加PM2.5对肺泡巨噬细胞中SOD活性的抑制作用[9],故推测,COPD大鼠呼吸系统对高温及PM2.5联合暴露易感可能与氧化/抗氧化系统失衡有关。因此,本课题组选择测定COPD大鼠肺组织中iNOS、MDA、8-OHdG等氧化应激指标和SOD、HO-1抗氧化能力指标,进而探讨其肺组织中氧化/抗氧化系统的变化。MDA水平反映组织中脂质过氧化的程度,与iNOS均可反映组织中过氧化物产生水平。本研究结果也发现,仅PM2.5可增加脂质过氧化物MDA的含量,但高温对其无影响。尽管如此,高温状态下的COPD组大鼠肺组织iNOS含量高于常温COPD组,且其水平在高温及PM2.5联合暴露组最高。昂盛骏[18]研究发现,小鼠肺部NO和iNOS的生成量随PM2.5染毒剂量的增加而逐渐增多。因此,高温可能促使肺组织生成大量氧自由基,诱导iNOS合成大量NO产物,导致氧化应激,加剧PM2.5对COPD大鼠肺组织的损伤作用。8-OHdG是细胞DNA氧化损伤的标志物,也是反映氧化应激的指标,国内外研究均发现PM2.5可导致8-OHdG升高[19-20]。研究者还利用高温、高湿环境下大鼠模型探讨其对肝脏的作用,结果发现8-OHdG含量在热应激运动大鼠中增加,脂质过氧化反应和氧化应激可能起到重要作用[21]。本研究发现,高温状态下COPD大鼠肺组织8-OHdG蛋白表达在0 mg/mL和3.2 mg/mL PM2.5染毒剂量组时高于常温状态下相应剂量组,说明高温可能通过脂质过氧化,增加8-OHdG的表达,进一步增加氧化应激,在一定程度上加剧PM2.5对COPD大鼠肺组织的损伤。由此可见,高温和PM2.5不仅通过引起氧化应激损伤肺组织,还会通过降低抗氧化酶的作用加剧对肺组织的损伤作用。SOD及HO-1均为抗氧化酶,可加速体内氧化自由基的清除,在抗肺脏氧化应激损伤中具有重要作用[22-23]。本研究发现,高温刺激可抑制COPD大鼠肺组织HO-1蛋白水平,降低其抵抗氧化应激的能力,从而加重对COPD肺组织的损伤作用。该结果提示高温刺激可能通过抑制Nrf2/HO-1信号通路,增加对COPD大鼠肺组织的损伤作用。尽管如此,该机制还需进一步验证。此外,高温及PM2.5联合暴露还抑制了SOD水平。有研究发现PM2.5和高温刺激均可抑制SOD活性,从而介导其呼吸系统毒性作用[9]。由此可见,高温刺激及PM2.5暴露导致的COPD大鼠肺组织抗氧化能力下降也是加剧肺损伤的重要因素。

综上所述,COPD大鼠肺功能易受高温及PM2.5的影响。当肺组织受到高温刺激和PM2.5染毒后,氧化和抗氧化平衡被破坏,对COPD大鼠肺组织产生损伤作用,因此氧化/抗氧化系统失衡可能是高温及PM2.5致COPD大鼠肺组织损伤的主要机制。

表1

高温和PM2.5暴露对COPD组和对照组大鼠肺功能PIF、PEF影响(n=7,x±s,mL/s)

Table 1 Effects of high temperature and PM2.5 exposure on PIF and PEF in COPD and control rats

图 1

大鼠肺组织病理切片(HE染色,200×)

Figure 1 Rat lung pathological slices

[注] A:常温对照组;B:常温COPD组;C:高温对照组;D:高温COPD组。1:0 mg/mL PM2.5;2:3.2 mg/mL PM2.5;3:12.8 mg/mL PM2.5。红色箭头所示为肺泡融合,黄色箭头为PM2.5颗粒物沉积。 [Note] A: Normal temperature control group; B: Normal temperature COPD group; C: High temperature control group; D: High temperature COPD group. 1: 0mg/mL PM2.5; 2: 3.2mg/mL PM2.5; 3: 12.8mg/mL PM2.5. The red arrow shows alveolar fusion and the yellow arrow shows PM2.5 particle deposition.
表2

高温和PM2.5暴露对COPD大鼠MDA、iNOS、SOD含量的影响(n=7,x±s)

Table 2 Effects of high temperature and PM2.5 on MDA, iNOS, SOD levels in COPD rats

图 2

COPD大鼠肺组织的8-OHdG表达

Figure 2 8-OHdG expression in lung tissues of COPD rats

[注]上图为COPD大鼠肺组织的8-OHdG免疫组化结果(SP染色,200×)。A~C:常温COPD组+不同剂量PM2.(5 0、3.2、12.8mg/mL);D~F:高温COPD组+不同剂量PM2.(5 0、3.2、12.8 mg/mL);褐色为阳性表达。下图为8-OHdG半定量结果。#:相同温度下,与0mg/mL PM2.5大鼠比较,P < 0.05;△:相同PM2.5剂量下,与常温COPD组大鼠比较,P < 0.05。 [Note] The above figure represents immunohistochemically staining results of 8-OHdG in lung tissues of COPD rats. A-C: Normal temperature COPD group+different doses of PM2.5(0, 3.2, and 12.8 mg/mL); D-F: High temperature COPD group+different doses of PM2.5(0, 3.2, and 12.8 mg/mL). The positive expression is stained sepia. The below histogram is a semi-quantitative result of 8-OHdG. #: At the same temperature, compared with the 0 mg/mL PM2.5 rats, P < 0.05; △: At the same PM2.5 dose, compared with the normal temperature COPD rats, P < 0.05.
图 3

高温和PM2.5对COPD大鼠HO-1蛋白表达的影响

Figure 3 Effects of high temperature and PM2.5 on HO-1 protein expression in COPD rats

[注]A:HO-1的蛋白条带,B:HO-1半定量分析。*:P < 0.05。 [Note]A: HO-1 protein band, B: HO-1 semi-quantitative analysis. *: P < 0.05.

参考文献

[1]

World Health Organization. Chronic obstructive pulmonary disease(COPD)[EB/OL].[2018-04-02]. http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs315/zh/.

[2]

FAUSTINI A, STAFOGGIA M, CAPPAI G, et al. Shortterm effects of air pollution in a cohort of patients with chronic obstructive pulmonary disease[J]. Epidemiology, 2012, 23(6):861-879.

[3]

滕博, 王贺彬, 汪雅芳, 等.细颗粒物(PM2.5)与呼吸系统疾病的关系及机制[J].中国实验诊断学, 2014, 18(2):334-338.

[4]

王敏珍, 郑山, 王式功, 等.气温与湿度的交互作用对呼吸系统疾病的影响[J].中国环境科学, 2016, 36(2):581-588.

[5]

MONTEIRO A, CARVALHO V, OLIVEIRA T, et al. Excess mortality and morbidity during the July 2006 heat wave in Porto, Portugal[J]. Int J Biometeorol, 2013, 57(1):155-167.

[6]

ROCKLÖV J, FORSBERG B, EBI K, et al. Susceptibility to mortality related to temperature and heat and cold wave duration in the population of Stockholm County, Sweden[J]. Global Health Action, 2014, 7:22737.

[7]

LIU L, BREITNER S, PAN X, et al. Associations between air temperature and cardio-respiratory mortality in the urban area of Beijing, China:a time-series analysis[J]. Environ Health, 2011, 10:51.

[8]

张莹, 王式功, 贾旭伟, 等.气温与PM2.5协同作用对疾病急诊就诊人数的影响[J].中国环境科学, 2017, 37(8):3175-3182.

[9]

张凯, 费高强, 李兴杰, 等.高温及低温时大气PM2.5对大鼠肺泡巨噬细胞的毒性作用[J].环境与健康杂志, 2017, 34(5):394-397.

[10]

宋一平, 崔德健, 茅培英.慢性阻塞性肺疾病大鼠模型的建立及药物干预的影响[J].中华内科杂志, 2000, 39(8):556-557.

[11]

THOMSON E, KUMARATHASAN P, GOEGAN P, et al. Differential regulation of the lung endothelin system by urban particulate matter and ozone[J]. Toxicol Sci, 2005, 88(1):103-113.

[12]

吴凡, 景元书, 李雪源, 等.广义相加模型在高温热浪对呼吸系统疾病影响研究中的应用[J].科学技术与工程, 2013, 13(20):5915-5919.

[13]

张越, 阚海东, 彭丽, 等.日均气温与呼吸系统疾病日入院人次相关性的时间序列分析[J].中华预防医学杂志, 2014, 48(9):795-799.

[14]

ÅSTROM DO, SCHIFANO P, ASTA F, et al. The effect of heat waves on mortality in susceptible groups:a cohort study of a mediterranean and a northern European City[J]. Environ Health, 2015, 14:30.

[15]

WU S, DENG F, HAO Y, et al. Fine particulate matter, temperature, and lung function in healthy adults:Findings from the HVNR study[J]. Chemosphere, 2014, 108:168-174.

[16]

薛丹, 刘学军, 杜毓锋, 等. PM2.5激活内质网应激诱导肺组织细胞凋亡对慢性阻塞性肺疾病大鼠的影响[J].国际呼吸杂志, 2016, 36(12):907-914.

[17]

何俊, 王以美, 赵增明, 等. PM2.5引起人胚胎干细胞来源的成纤维细胞氧化损伤的研究[J].中华预防医学杂志, 2016, 50(8):705-709.

[18]

昂盛骏. PM2.5对肺部iNOS释放和NO合成的影响及其机制探究[D].南京: 东南大学, 2016.

http://cdmd.cnki.com.cn/Article/CDMD-10286-1016328284.htm

[19]

李朋昆, 高知义, 蒋蓉芳, 等.细颗粒物暴露对人群DNA损伤的影响[J].环境与职业医学, 2010, 27(5):254-256.

[20]

NOVOTNA B, TOPINKA J, SOLANSKY I, et al. Impact of air pollution and genotype variability on DNA damage in Prague policemen[J]. Toxicol Lett, 2007, 172(1/2):37-47.

[21]

LI D, WANG X, LIU B, et al. Exercises in hot and humid environment caused liver injury in a rat model[J]. PLoS One, 2014, 9(12):e111741.

[22]

廉玉兰, 袁宝军. HO-1和Nrf2在氧化/抗氧化肺部疾病中的研究进展[J].中国实验诊断学, 2014, 18(3):509-511.

[23]

奚胜艳, 赵敬华, 赵晖, 等.地茶咳喘露对慢性支气管炎小鼠血清及肺组织抗氧化酶SOD、GSH-PX活力及MDA含量的影响[J].中华中医药杂志, 2007, 22(7):491-494.

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[基金项目] 国家自然科学基金项目(编号:41405108)

[作者简介] 郭蕾(1992-), 女, 硕士生; 研究方向:环境与健康; E-mail: guol16@lzu.edu.cn

[收稿日期] 2018-04-09 00:00:00.0

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高温联合PM2.5暴露致COPD大鼠肺损伤的机制研究

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