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2018, 35(4):316-322.doi:10.13213/j.cnki.jeom.2018.17584

苯并[a]芘对人支气管上皮细胞H19与SAHH表达的影响


山西医科大学公共卫生学院劳动卫生学教研室, 山西 太原 030001

收稿日期: 2017-09-22;  发布日期: 2018-07-06

基金项目: 山西省自然科学基金项目(编号:201701D121146);国家自然科学基金项目(编号:81273041)

通信作者: 杨瑾, Email: yang_jin@sxum.edu.cn  

作者简介: 傅晔(1992-), 女, 硕士生; 研究方向:职业肿瘤发生机制及预防; E-mail:

[目的] 探讨苯并[a]芘(BaP)对人支气管上皮细胞(16HBE)长链非编码RNA(lncRNA)H19和S-腺苷高半胱氨酸水解酶(SAHH)表达的影响,并初步探究H19和SAHH的关系。

[方法] 用不同浓度(1、2、4、8、16、32 μmol/L)BaP染毒16HBE细胞24 h,设置未处理组(仅加培养液)和溶剂对照组;以16 μmol/L BaP染毒16HBE细胞不同时间(1、2、4、8、12、24 h),以0 h为对照组。用实时荧光定量逆转录-聚合酶链式反应(RT-PCR)检测H19的表达水平;通过免疫印迹试验(Western blot)检测SAHH的蛋白表达水平;采用lncRNA原位荧光杂交(FISH)技术结合激光共聚焦显微镜观察H19和SAHH的定位。

[结果] RT-PCR结果显示,溶剂对照组与未处理组相比,H19表达差异无统计学意义。随着染毒浓度和时间的增加,16HBE细胞H19表达呈现逐渐升高的趋势。8、16、32 μmol/L BaP染毒24 h及16 μmol/L BaP染毒4、8、12、24 h时,H19表达量分别高于溶剂对照组和0 h组(均P < 0.05)。BaP染毒浓度为32 μmol/L时,H19表达量达到峰值,较溶剂对照组增加了78.0%;16 μmol/L BaP染毒24 h时,H19表达量达到峰值,较0 h组增加了48.3%。Western blot结果显示,溶剂对照组与未处理组的SAHH表达差异无统计学意义。随着染毒时间和浓度的增加,16HBE细胞SAHH表达逐渐降低(P < 0.05)。BaP浓度为32 μmol/L时,SAHH表达降至最低,较溶剂对照组降低了37.2%;16 μmol/L BaP染毒24 h时,SAHH表达降至最低,较0 h组降低了33.1%。免疫荧光结果显示,H19和SAHH均在细胞质及细胞核中表达,表达主要分布在核周质及核膜;与0 h组相比,16μmol/L BaP染毒细胞24 h后H19在核周质处的荧光加强,而SAHH的荧光明显减弱,两者在胞质、胞核中共定位的荧光强度增加。

[结论] BaP染毒可引起16HBE细胞H19表达升高而SAHH表达降低;H19与SAHH在细胞内的共定位表达提示两者可能存在相互作用。

关键词: 苯并[a]芘;  长链非编码RNA H19;  逆转录-聚合酶链式反应;  S-腺苷高半胱氨酸水解酶;  原位荧光杂交 

苯并[a]芘(benzo[a]pyrene,BaP)是多环芳烃(polycyclic aromatic hydrocarbon,PAHs)中的一种,2012年被国际癌症研究机构确定为Ⅰ类致癌物,可诱发肺癌、肝癌、胸腺癌、前列腺癌和皮肤癌。BaP进入机体后最终被代谢为苯并[a]芘-7,8-二氢二醇-9,10-环氧化物(benzo[a]pyrene-7,8-dihydrodiol-9,10-epoxide,BPDE)[1],BPDE易与DNA亲核位点结合而造成DNA损伤,最终诱发肿瘤。近年研究表明,表观遗传学与DNA损伤[2]及肿瘤发生发展密切相关。细胞及动物实验的研究提示,BaP导致表观遗传学DNA甲基化水平的改变可能在BaP致癌过程中起重要作用[3]

长链非编码RNA(long non-coding RNA,lncRNA)是一类长度超过200 nt的RNA,在表观遗传调控、细胞周期调控和细胞分化调控等众多生命活动中发挥重要作用[4-5]。大部分功能性lncRNA需要和其他蛋白一起组成核糖体蛋白方能发挥功能[6]。H19是一种多功能lncRNA,越来越多证据表明H19在肿瘤的发生发展过程中起重要调控作用[7]。最近有学者发现H19可以与S-腺苷高半胱氨酸水解酶(SAHH)结合,SAHH是哺乳动物体内唯一明确的可以将S-腺苷高半胱氨酸(S-adenosylhomocysteine,SAH)水解为高半胱氨酸和腺苷酸的酶[8]。SAH是甲基供体S-腺苷蛋氨酸(S-adenosylmethionine,SAM)发生转甲基反应的副产物,SAH对于SAM依赖的转甲基反应有很强的反馈抑制作用,而SAHH可以解除SAH对甲基化反应的抑制作用[9]。因此考虑H19可能通过与SAHH的相互作用,在BaP导致的DNA甲基化改变过程中发挥一定作用。

本研究以BaP染毒人支气管上皮细胞16HBE细胞系,探讨BaP影响H19和SAHH表达的剂量效应与时间效应关系,采用原位荧光杂交(fluorescence in situ hybridization,FISH)技术结合免疫荧光法初步探究H19与SAHH的关系。

1   材料与方法

1.1   仪器和试剂

16HBE细胞由武汉工业学院宫智勇教授惠赠。二氧化碳孵育箱(Heraeus,德国),GR85DA全自动灭菌器(Zealway,美国),5424R冷冻离心机、BioSpectrometer fluorescence分光光度计、Mastercycler nexus gradient仪、Thermomixer恒温混匀仪(Eppendorf,德国),LightCycler® 480实时荧光定量PCR仪、LightCycler® 480 Multiwell Plate 96(Roche,瑞士),SpectraMaxM2型多功能酶联免疫检测仪(Molecular Divices,美国),Ⅸ51倒置显微镜、Olympus FluoView FV10i激光扫描共聚焦显微镜(Olympus,日本),DYY-7C型电泳仪(北京六一仪器厂,中国),Universal Hood Ⅱ凝胶成像仪(Bio-Rad,美国),20 mm细胞培养皿(无锡耐思生物科技有限公司,中国),Western透明孵育盒F6632(Crystalgen,美国),α-MEM培养基(Thermo Fisher scientific,美国),无噬菌体低内毒素胎牛血清(杭州四季青有限公司,中国),青链霉素混合液(100×)、胰蛋白酶-EDTA消化液、二甲基亚砜(DMSO)、吐温-20(Tween-20)(北京索莱宝科技有限公司,中国),BaP(Sigma-Aldrich,美国),H19 FISH Probe Mix、Fluoescent in situ Hybridization Kit(广州锐博生物科技有限公司,中国),20×SSC缓冲粉剂(北京博奥拓达科技有限公司,中国),5×PrimeScriptTM RT Master Mix、2×SYBR® Premix Ex TaqTM Ⅱ(大连宝生物工程有限公司,中国),H19引物、β-actin引物(北京奥科鼎盛生物科技有限公司,中国),Alexa Fluor 488山羊抗鼠抗体、SAHH单克隆抗体(Proteintech,美国),Trizol提取试剂、哺乳动物蛋白抽提试剂盒、蛋白酶抑制剂、BCA蛋白浓度测定试剂盒、高灵敏化学发光检测试剂盒、抗GAPDH鼠单克隆抗体、辣根过氧化物酶标记的山羊抗小鼠IgG(H+L)二抗、封闭用正常山羊血清工作液(北京康为世纪生物科技有限公司,中国),多聚甲醛(天津市凯通化学试剂有限公司,中国)。

1.2   方法

1.2.1   细胞培养及染毒

16HBE细胞在37℃恒温、体积分数5%CO2、饱和湿度的孵育箱培养,α-MEM完全培养液包含体积分数为10%胎牛血清、100 U/mL的青霉素、100 μg/mL的链霉素,隔天换液,用2.5 g/L的胰酶消化后进行传代。

前期实验结果显示:随着BaP染毒浓度和染毒时间的增加,细胞DNA损伤和S期阻滞会随之增加,细胞活力随之降低;在16 μmol/L染毒至24 h时,细胞活力保持90%以上,且出现DNA损伤和明显的S期阻滞;当浓度高于16 μmol/L时,细胞S期阻滞达到平台期,此时再增加染毒浓度和染毒时间,S期阻滞也不再增加,而细胞活力下降明显,细胞大量死亡,无法进行之后的免疫荧光和免疫印记实验[10]。因此,本实验选用16 μmol/L BaP染毒不同时间点,又选用24 h作为不同浓度BaP染毒后的观察时间。取对数生长期的细胞消化、离心、重悬,均匀接种于6孔板中,于细胞孵育箱中进行培养,待细胞密度达到60%时进行染毒,染毒时每组3个孔作为平行样。设置不同浓度BaP染毒,分别为未处理组(仅加培养液)、0(溶剂对照组)、1、2、4、8、16、32 μmol/L BaP组,染毒24 h。16 μmol/L BaP染毒不同时间,包括0、1、2、4、8、12、24 h。染毒结束后根据后续实验要求对样品进行不同的处理。

1.2.2   RT-PCR法检测细胞H19的相对表达量

细胞染毒结束后,用2.5 g/L的胰酶消化细胞,D-Hanks平衡盐溶液清洗2遍,收集至1.5 mL离心管中,加入Trizol提取总RNA,使用BioSpectrometer fluorescence分光光度计测定样品光密度值,得出样品总RNA的纯度及浓度值。按照5×PrimeScriptTM RT Master Mix试剂说明书进行反转录得到cDNA产物(反转录反应条件:37℃ 15 min,85℃ 5 s,4℃ 15 min);按照2×SYBR® Premix Ex TaqTM Ⅱ试剂说明书进行逆转录(RT)-PCR(RT-PCR反应条件:95℃ 30 s,1个循环;95℃ 5 s、62℃ 30 s、72℃ 30 s,45个循环;95℃ 60 s、65℃ 30 s、95℃,1个循环)。每个样品做3个平行样,得每个样品的扩增曲线及溶解曲线,各样品Ct值经内参基因β-actin标化后,根据2-ΔΔCt公式计算H19的相对表达量。引物序列:β-actin正向引物,5'-TCCCTGGAGAA GAGCTACGA-3';反向引物,5'-AGCACTGTGTTGGCGT ACAG-3';H19正向引物,5'-CACACTCACGCACACTCG TA-3';反向引物,5'-CACCACCTCCCTCTTCTTCTT-3'。

1.2.3   Western-blot检测细胞SAHH蛋白的表达水平

细胞染毒结束后,用2.5 g/L的胰酶消化细胞,D-Hanks平衡盐溶液清洗2遍,收集至1.5 mL离心管中。按哺乳动物蛋白抽提试剂盒说明书提取蛋白,采用二硅啉甲酸(BCA)蛋白定量法测各组蛋白浓度,将各组蛋白调至同一浓度,加入相应的蛋白示踪上样缓冲液充分混匀,沸水浴煮沸5 min后冷却至室温,取约80 μg总蛋白进行十二烷基硫酸钠聚丙烯酰胺凝胶垂直电泳。电泳后湿转至聚偏二氟乙烯膜膜上,用质量分数为5%脱脂奶粉室温封闭2 h后,加入SAHH及GAPDH抗体,4℃孵育过夜。次日PBS漂洗10 min、3次,加入山羊抗小鼠IgG抗体37℃孵育2 h,PBS漂洗10 min、3次。用Universal Hood Ⅱ凝胶成像仪进行检测,用Quantity One-4.6.5软件进行灰度值的分析。

1.2.4   lncRNA FISH技术结合免疫荧光法检测H19及SAHH的分布

用细胞培养皿培养细胞,16μmol/L BaP染毒24 h处理。染毒结束后,加1 mL质量分数为4%多聚甲醛固定液室温固定20 min,加入1 mL预冷的体积分数为0.5%Triton X-100通透液,4℃静置20 min。加入预杂交液37℃封闭30 min,同时37℃预热不含探针的杂交液。加入含探针的杂交液(探针与杂交液体积比为1:40)避光37℃杂交过夜,依次用杂交洗液Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ避光42℃清洗细胞5 min、3次。加入封闭用正常山羊血清工作液避光37℃封闭1 h,加入SAHH抗体(抗体与PBS体积比为1:10)避光4℃孵育过夜。次日加入Alexa Fluor 488山羊抗鼠抗体(抗体与PBS体积比为1:500)避光37℃孵育1 h。加入4',6-二脒基-2-苯基吲哚(4',6-diamidino-2-phenylindole,DAPI)溶液(DAPI与PBS体积比为1:1 000)避光室温孵育10 min,用PBS清洗细胞3 min、3次,加入1 mL PBS,用激光扫描共聚焦显微镜观察,并进行600×细胞图像采集,根据DAPI核定位的特性,分析单个细胞内H19、SAHH的荧光分布,并观察共定位信息,分析H19、SAHH是否有结合及结合位置。

1.3   统计学分析

采用SPSS 19.0软件进行统计分析。计量资料以x±s表示,不同组间比较采用单因素方差分析,多组间两两比较采用Dunnett-t法。检验水准α=0.05。

2   结果

2.1   BaP对16HBE细胞H19表达的影响

用不同浓度BaP处理16HBE细胞24 h(图 1A)及用16μmol/L BaP处理16HBE细胞不同时间(图 1B)后,H19表达的检测结果如图 1所示。随着BaP染毒浓度和时间的增加,16HBE细胞H19表达呈现逐渐升高的趋势。BaP染毒浓度为8、16、32 μmol/L时,H19的表达明显高于溶剂对照组(均P < 0.05),分别增加了34.3%、46.0%和78.0%,在BaP浓度为32μmol/L时达到峰值;不同染毒时间点中,16μmol/L BaP染毒时间为4、8、12、24h时,H19表达与溶剂对照组相比明显增高(均P < 0.05),分别增加了14.1%、22.2%、37.2%和48.3%,在染毒时间为24 h时达到峰值。溶剂对照组与未处理组相比,16HBE细胞H19表达差异无统计学意义(P>0.05)。

图 1

不同浓度(A)和不同时间(B)BaP染毒对16HBE细胞H19表达的影响

2.2   BaP对16HBE细胞SAHH表达的影响

用不同浓度BaP处理16HBE细胞24 h(图 2A)及用16 μmol/L BaP处理16HBE细胞不同时间(图 2B)后SAHH表达的结果如图 2所示。溶剂对照组与未处理组相比,16HBE细胞SAHH表达差异无统计学意义(P > 0.05)。随着BaP染毒浓度和时间的增加,16HBE细胞SAHH表达呈现逐渐降低的趋势(P < 0.05)。不同染毒浓度组中,SAHH表达较溶剂对照组分别降低了7.7%、13.3%、22.3%、27.8%、32.7%和37.2%,在BaP浓度为32μmol/L时降至最低;不同染毒时间点中,染毒1、2、4、8、16、32 h的SAHH表达较0 h分别降低了4.4%、6.8%、10.6%、14.5%、24.4%和33.1%,在染毒时间为24 h时降至最低。

图 2

不同浓度(A)和不同时间(B)BaP染毒对16HBE细胞SAHH表达的影响

2.3   BaP对细胞内H19及SAHH的分布影响

图 3所示,16 μmol/L BaP染毒细胞24 h后,根据DAPI分析结果可见,H19红色荧光和SAHH绿色荧光均在细胞质及细胞核中表达,二者的表达在核周质及核膜中较高。根据橘色荧光可认为H19和SAHH蛋白在细胞质和细胞核中存在共定位;从荧光强度可以看出,与0 h组相比,16 μmol/L BaP染毒24 h后细胞内H19表达量升高,SAHH蛋白表达量降低,且两者共定位的橘色荧光强度增加。

图 3

16 μmol/L BaP染毒16HBE细胞24 h H19和SAHH的免疫荧光结果

3   讨论

ln cRNA在肿瘤发生发展的调控过程中扮演重要角色[4],目前发现许多lncRNAs在一些癌症组织中异常表达,且存在组织特异性,lncRNAs的异常表达可能与肿瘤的发生和转移存在相关性[11-13]。其中H19位于人类11号染色体,是一种母系来源的印迹基因,在胞质和核内都可以被激活。有研究发现H19在结肠癌、胰腺癌、胃癌和肝癌等多种肿瘤中异常表达,其作为促癌基因或抑癌基因可能与肿瘤的微环境、肿瘤遗传背景等多种因素有关[14]H19作为促癌基因,其位点缺失可导致H19在多种恶性肿瘤中呈现较高丰度表达[15-16]。ZHANG等[17]在胃癌研究中发现临床病理分期越晚的患者体内H19的表达量越高,LUO等[18]报道H19表达上调可调控ID2表达从而诱导膀胱癌细胞增殖。而H19亦可作为抑癌基因,在肿瘤的发生发展中起作用。ZHANG等[19]发现肝癌患者中癌灶内组织的H19表达比癌旁组织低,并且H19表达越低的患者预后越差,有学者提出抑制H19表达可通过AKT/ GSK-3beta/Cdc25A信号通路促进肝癌细胞的浸润与转移[20]。BaP在机体代谢的最终产物BPDE具有致癌作用,可诱导16HBE细胞恶性转化为癌细胞[3, 21],且有研究报道动物与人类肺癌的发生与BaP的暴露水平存在正相关[22-23]。本实验发现,H19在16HBE细胞内的表达水平随着BaP染毒剂量和染毒时间的增加而升高,结合实验室前期结果[10](BaP可诱发DNA损伤和细胞周期S期阻滞),猜测H19可能在BaP致16HBE细胞DNA损伤及细胞周期阻滞调控的过程中起重要作用,进而参与调控肿瘤发生发展的过程,此与H19作为一个促癌基因发挥作用的研究观点相一致。

H19作为一种功能性lncRNA,可与其他蛋白一起组成核糖体蛋白发挥功能,参与调控DNA甲基化及影响肿瘤的进程[7, 24],ZHOU等[8]采用亲和层析法结合质谱分析发现,HEK293细胞过表达的H19可以与SAHH相结合,调控转甲基反应中甲基转移酶活性,从而影响不同基因的甲基化水平;ZHANG等[24]提出在小鼠成肌细胞发育过程中,H19与SAHH结合可能参与调控基因甲基化;人类肿瘤细胞模型的研究表明,SAHH可以和H19相互作用,调控全基因组甲基化水平[25]。已有研究表明,SAHH是细胞内唯一可水解SAH的酶,细胞内SAHH含量的减少会导致细胞内SAH的含量增多,SAH对于SAM依赖的转甲基反应有很强的反馈抑制作用[8-9],可使该转甲基反应受到抑制,进而导致DNA甲基化程度降低;而DNA甲基化程度的降低,尤其是某些抑癌基因甲基化程度的降低,可在肿瘤的发生发展过程中起积极作用[26-27]。本课题通过lncRNA FISH检测试剂盒结合激光共聚焦显微镜实验,发现H19和SAHH蛋白在16HBE细胞质和细胞核中共定位,提示二者可能存在相互作用,此结果与ZHOU [8]研究提出细胞内H19可以与SAHH结合的观点相符;与正常细胞相比,BaP染毒细胞的H19表达量升高,SAHH表达量降低,本研究RT-PCR及Western blot结果表明H19和SAHH在16HBE细胞内的表达水平均受BaP染毒剂量和染毒时间的影响。

综上可知,BaP会使16HBE细胞H19表达量增多,SAHH蛋白表达量减少,二者在16HBE细胞质和细胞核中共定位,提示二者可能存在相互作用。由于ln cRNA FISH技术是一种定性的实验方法,能够在细胞空间结构中清晰观察H19和SAHH的定位分布,但其荧光数据不能作为精确定量,这是本研究的一个缺陷。因此,下一步我们将利用放射免疫沉淀实验进一步验证H19和SAHH之间的相互作用,并采用小干扰RNA(siRNA)干扰技术降低16HBE细胞中H19的表达水平,通过检测基因组和特定基因甲基化模式的变化,为H19调控BaP暴露所致基因甲基化模式改变的分子机制提供相应线索。

图 1

不同浓度(A)和不同时间(B)BaP染毒对16HBE细胞H19表达的影响

Figure 1 The relative expression levels of H19 in 16HBE cells exposed to selected concentrations BaP for 24 h (A) and 16μmol/L BaP for selected time blocks(B)

[注]*:与溶剂对照组(0 μmol/L)相比,P < 0.05;#:与0 h组相比,P < 0.05。 [Note]*: Compared with the solvent control group(0 μmol/L), P < 0.05; #: Compared with the 0 h group, P < 0.05.
图 2

不同浓度(A)和不同时间(B)BaP染毒对16HBE细胞SAHH表达的影响

Figure 2 The protein expression levels of SAHH in 16HBE cells exposed to selected concentrations of BaP for 24 h (A) and 16μmol/L BaP for selected time (B)

[注]*:与溶剂对照组(0 μmol/L)相比,P < 0.05;#:与0 h组相比,P < 0.05。 [Note]*: Compared with the solvent control group(0 μmol/L), P < 0.05; #: Compared with the 0 h group, P < 0.05.
图 3

16 μmol/L BaP染毒16HBE细胞24 h H19和SAHH的免疫荧光结果

Figure 3 The immunofluorescence result of H19 and SAHH in 16HBE cells exposed to 16μmol/L BaP for 24 h

[注(Note)] A:4',6-二脒基-2-苯基吲哚(DAPI);B:H19;C:SAHH;D:H19 & SAHH。1:16 μmol/L BaP,0 h;2:16 μmol/L BaP,24 h。

参考文献

[1]

HODEK P, KOBLIHOVÁ J, KIZEK R, et al. The relationship between DNA adduct formation by benzo[a]pyrene and expression of its activation enzyme cytochrome P4501A1 in rat[J]. Environ Toxicol Pharmacol, 2013, 36(3):989-996.

[2]

PARSONS B L. MED1:a central molecule for maintenance of genome integrity and response to DNA damage[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2003, 100(25):14601-14602.

[3]

陶功华, 庄志雄, 杨淋清, 等.苯并[a]芘诱发细胞恶性转化过程中基因组总体DNA甲基化改变[J].环境与职业医学, 2014, 31(5):347-351.

[4]

CHUNG S, NAKAGAWA H, UEMURA M, et al. Association of a novel long non-coding RNA in 8q24 with prostate cancer susceptibility[J]. Cancer Sci, 2011, 102(1):245-252.

[5]

WILUSZ J E, SUNWOO H, SPECTOR D L. Long noncoding RNAs:functional surprises from the RNA world[J]. Genes Dev, 2009, 23(13):1494-1504.

[6]

BETANCUR J G. Pervasive lncRNA binding by epigenetic modifying complexes-the challenges ahead[J]. Biochim Biophys Acta, 2016, 1859(1):93-101.

[7]

王晓东. H19基因在肿瘤研究领域的研究进展[J].复旦学报(医学版), 2017, 44(2):224-230.

[8]

ZHOU J, YANG L, ZHONG T, et al. H19 lncRNA alters DNA methylation genome wide by regulating S-adenosylhomocysteine hydrolase[J]. Nat Commun, 2015, 6:10221.

[9]

TEHLIVETS O, MALANOVIC N, VISRAM M, et al. S-adenosyl-L-homocysteine hydrolase and methylation disorders:yeast as a model system[J]. Biochim Biophys Acta, 2013, 1832(1):204-215.

[10]

YANG J, WANG Z, CHEN W, et al. Role of ubiquitin protein ligase Ring2 in DNA damage of human bronchial epithelial cells exposed to benzo[a]pyrene[J]. J Biochem Mol Toxicol, 2013, 27(7):357-363.

[11]

TING DT, LIPSON D, PAUL S, et al. Aberrant overexpression of satellite repeats in pancreatic and other epithelial cancers[J]. Science, 2011, 331(6017):593-596.

[12]

TINZL M, MARBERGER M, HORVATH S, et al. DD3PCA3 RNA analysis in urine-a new perspective for detecting prostate cancer[J]. Eur Urol, 2004, 46(2):182-187.

[13]

CUI Z, REN S, LU J, et al. The prostate cancer-up-regulated long noncoding RNA PlncRNA-1 modulates apoptosis and proliferation through reciprocal regulation of androgen receptor[J]. Urol Oncol, 2013, 31(7):1117-1123.

[14]

MAZAR J, ZHAO W, KHALIL A M, et al. The functional characterization of long noncoding RNA SPRY4-IT1 in human melanoma cells[J]. Oncotarget, 2014, 5(19):8959-8969.

[15]

TANOS V, PRUS D, AYESH S, et al. Expression of the imprinted H19 oncofetal RNA in epithelial ovarian cancer[J]. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol, 1999, 85(1):7-11.

[16]

SORIN V, OHANA P, GALLULA J, et al. H19-promotertargeted therapy combined with gemcitabine in the treatment of pancreatic cancer[J]. ISRN Oncol, 2012, 2012:351750.

[17]

ZHANG E B, HAN L, YIN D D, et al. c-Myc-induced, long, noncoding H19 affects cell proliferation and predicts a poor prognosis in patients with gastric cancer[J]. Med Oncol, 2014, 31(5):914.

[18]

LUO M, LI Z, WANG W, et al. Upregulated H19 contributes to bladder cancer cell proliferation by regulating ID2 expression[J]. FEBS J, 2013, 280(7):1709-1716.

[19]

ZHANG L, YANG F, YUAN J H, et al. Epigenetic activation of the MiR-200 family contributes to H19-mediated metastasis suppression in hepatocellular carcinoma[J]. Carcinogenesis, 2013, 34(3):577-586.

[20]

LV J, MA L, CHEN XL, et al. Downregulation of LncRNAH19 and MiR-675 promotes migration and invasion of human hepatocellular carcinoma cells through AKT/GSK-3β/Cdc25A signaling pathway[J]. J Huazhong Univ Sci Techno(l Med Sci), 2014, 34(3):363-369.

[21]

吕嘉春, 陈家堃, 纪卫东, 等.应用基因芯片技术筛查肺癌变相关基因的研究[J].中华医学杂志, 2003, 83(24):2146-2151.

[22]

CUADRAS A, ROVIRA E, MARCÉ R M, et al. Lung cancer risk by polycyclic aromatic hydrocarbons in a Mediterranean industrialized area[J]. Environ Sci Pollut Res, 2016, 23(22):23215-23227.

[23]

MANOLI E, KOURAS A, KARAGKIOZIDOU O, et al. Polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs)at traffic and urban background sites of northern Greece:source apportionment of ambient PAH levels and PAH-induced lung cancer risk[J]. Environ Sci Pollut Res, 2016, 23(4):3556-3568.

[24]

ZHANG L, ZHOU Y, HUANG T, et al. The interplay of LncRNA-H19 and its binding partners in physiological process and gastric carcinogenesis[J]. Int J Mol Sci, 2017, 18(2):450.

[25]

ZHONG T, MEN Y, LU L, et al. Metformin alters DNA methylation genome-wide via the H19/SAHH axis[J]. Oncogene, 2017, 36(17):2345-2354.

[26]

LEWANDOWSKA J, BARTOSZEK A. DNA methylation in cancer development, diagnosis and therapy-multiple opportunities for genotoxic agents to act as methylome disruptors or remediators[J]. Mutagenesis, 2011, 26(4):475-487.

[27]

LEAL J F, FERRER I, BLANCO-APARICIO C, et al. S-adenosylhomocysteine hydrolase downregulation contributes to tumorigenesis[J]. Carcinogenesis, 2008, 29(11):2089-2095.

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[基金项目] 山西省自然科学基金项目(编号:201701D121146);国家自然科学基金项目(编号:81273041)

[作者简介] 傅晔(1992-), 女, 硕士生; 研究方向:职业肿瘤发生机制及预防; E-mail: fy176925@163.com

[收稿日期] 2017-09-22 00:00:00.0

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苯并[a]芘对人支气管上皮细胞H19与SAHH表达的影响

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